Книга
← К списку книгЗагрузка разделов…
активнаАктивные записи участвуют в каталоге и синках. Неактивная книга скрыта, но не удалена из базы.
Книга
АКАДЕМИЯ НАУК УКРАИНСКОЙ ССРИНСТИТУТ ГИДРОБИОЛОГИИ
ЛА СИРЕНКО,В. И. КОЗИЦКАЯ
БИОЛОГИЧЕСКИ
АКТИВНЫЕ ВЕЩЕСТВАВОДОРОСЛЕЙИ КАЧЕСТВО
ВОДЫ
КИЕВНАУКОВА ДУМКА1988
Ответственный редактор В. И. БилайОтветственный редактор В. И. БилайЛИДИЯ АКИМОВНА С И РЕН КО ВАЛЕНТИНА НИКОЛАЕВНА КОЗИЦКАЯЛИДИЯ АКИМОВНА С И РЕН КО ВАЛЕНТИНА НИКОЛАЕВНА КОЗИЦКАЯScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:pahutaciwe(S)rambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:pahutaciwe(S)rambler ruКУ-2-309-88КУ-2-309-88ISBN 5-12-000289-7ISBN 5-12-000289-7
Ответственный редактор В. И. Билай
Ответственный редактор В. И. Билай
ЛИДИЯ АКИМОВНА С И РЕН КО ВАЛЕНТИНА НИКОЛАЕВНА КОЗИЦКАЯ
ЛИДИЯ АКИМОВНА С И РЕН КО ВАЛЕНТИНА НИКОЛАЕВНА КОЗИЦКАЯ
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:pahutaciwe(S)rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:pahutaciwe(S)rambler ru
КУ-2-309-88
КУ-2-309-88
ISBN 5-12-000289-7
ISBN 5-12-000289-7
УДК 582.23/26 — 113:574.5
Биологически активные вещества водорослей и качество воды/Сиренко Л. А., Козицкая В. Н. — Киев : Наук, думка, 1988.— 256 с.
В монографии на основании экспериментальных исследований и обобщения литературных данных приведена характеристика клеточных и внеклеточных биологически активных веществ водорослей — углеводов, аминокислот, органических кислот, липидов и их производных, фитогормонов, фенолов, изопреноидов, витаминов, токсинов и др. Рассматриваются особенности формирования их качественного состава и уровни накопления в зависимости от систематического положения водорослей, условий их выращивания. Дан анализ ростингибирующей, стимулирующей, бактерицидной, фунгицидной, инсектицидной, альгицидной активности метаболитов водорослей. Поюзано участие последних в формировании качества природных вод.
Для гидробиологов, химиков, экологов, водных токсикологов, преподавателей и студентов вузов.
Ил. 19. Табл. 32. Библиогр.: с. 220—254 (810 назв.).
БИОЛОГИЧЕСКИ АКТИВНЫЕ ВЕЩЕСТВАВОДОРОСЛЕЙ И КАЧЕСТВО ВОДЫ
Утверждено к печати ученым советом Института гидробиологии АН УССР
Редактор А. С* Кузнецова. Оформление художника В. М. Флакса.Художественный редактор Р. И. Калыш. Технический редактор С. Г. Максимова.
Корректоры С. А. Доценко, Л. А. Коваржик, Н. А. Луцкая
ИБ № 9103
Сдано в набор 12.10.87. Подп. в печ. 03.02.88. БФ 01024. Формат 60X90V16. Бум. тип. № 1.Лит. гарн. Выс. печ. Усл. печ л. 16,0. Уел. кр.-отт. 16,0. Уч.-изд. л. 20,39. Тираж 1000 экз.Заказ 2921 Цена 4 р. 40 к.
Издательство «Наукова думка». 252601, Киев 4, ул. Репина, 3.
Отпечатано с матриц Головного предприятия республиканского производственного объединения «Полиграфкнига». 252057, Киев, ул. Довженко, 3 в областной книжной типографии. 290000 Львов, ул. Стефаника, 11.
2001050100-123
М221 (04)-88
© Издательство «Наукова думка», 1988
ПРЕДИСЛОВИЕ
Как основное фотосинтезирующее звено экосистемы, водоросли играют важнейшую роль в формировании химического состава и запасов органических веществ водоемов. Особенно усилилось их значение в создании фондов растворенных органических соединений водных экосистем в последние десятилетия. Это связано с тем обстоятельством, что подавляющее большинство континентальных водоемов планеты в настоящее время по степени трофности переведено в категории мезотрофных, ев- трофных и гиперевтрофных водных объектов. Интенсивность развития водорослей в водоемах повышенной трофности измеряется граммами и десятками граммов на 1 л воды, т. е. контакт с метаболитами водорослей становится фактором риска. Для формирования качества природных вод зачастую не имеют существенного значения различия в наборе и количественных характеристиках между внеклеточными и экзогенными органическими веществами водорослей, так как их клетки прижизненно и постлетально отдают в среду синтезированные ими органические соединения, в том числе и обладающие высокой биологической активностью.
Общий мировой сток оформленного органического углерода в океан за год оценивается [368] минимально в 0,42 • 10® т, сток растворенного органического углерода — 0,11 * 10® т. Большое количество последнего несут реки Южной Америки, Азии, Северной Америки, Арктики, Африки, Европы и Океании. Максимальное количество оформленного органического углерода транспортируется (по нисходящей) реками Азии, Северной Америки, Южной Америки, Океании, Африки и Европы. Это свидетельствует об усилении значимости органического углерода не только в формировании качества природных вод, но и гидробиоценозов. Следует отметить, что из биологически активных метаболитов водорослей сравнительно большее внимание уделялось альготоксинам в связи с участившимися фактами проявления водных токсикозов [99, 438, 720]; значительно меньше исследованы другие физиологически активные соединения водорослей [217, 723].
Изложенное выше и определяет необходимость глубокого и всестороннего изучения закономерностей формирования химического состава водорослей и продуцируемых ими метаболитов, проявляющих биологическую активность как по отношению к организмам-продуцентам, так и к другим гидробионтам и теплокровным организмам. Среди метаболитов водорослей обнаружены вещества с аллергенным, мутагенным и канцерогенным эффектами, антигормональной, ростстимулирующей, бактерицидной, инсектицидной, фунгицидной и альгицидной активностью. Поэтому изучение и препаративное выделение этих соединений имеет не только теоретическое, но и большое практическое значение.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaciwe^rambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaciwe^rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaciwe^rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaciwe^rambler ru
Настоящая монография принадлежит к числу первых работ в отечественной литературе, обобщающих данные о биологически активных метаболитах водорослей. Цель ее состоит в ознакомлении широкой гидробиологической аудитории с современной фитохимической информацией, вопросами частной физиологии и биохимии водорослей, функциональная активность которых является важнейшим фактором формирования качества воды и гидробиоценозов евтрофных водоемов. Основой для написания монографии послужили литературные материалы, многолетние экспериментальные исследования авторов и их сотрудников (В. В. Арендарчук, Н. С. Волкова и др.), чей труд позволил выяснить ряд вопросов сложной проблемы взаимоотношения воды и живого вещества. Большую помощь в подготовке работы оказала проф. С. В. Горюнова, которой авторы искренне благодарны за консультации и предоставленные многолетние материалы по фитогормонам водорослей.
Авторы стремились дать представление о качественном составе и количественных характеристиках внутриклеточных и экзогенных метаболитов различных групп водорослей, оценить их биологическую активность как компонентов растворенного органического вещества в формировании качества природных вод и гидробиоценозов. Большое внимание уделено выяснению возможных последствий контактов гидробион, тов и теплокровных организмов с биологически активными веществами водорослей, а также определению перспектив не только рационального использования метаболитов водорослей в отдельных отраслях хозяйственной деятельности человека, но и устранения их негативных последствий для водопользования. Насколько выполнение поставленных задач удалось, смогут оценить читатели книги. Авторы с благодарностью примут замечания и пожелания, направленные на расширение и углубление наших знаний в области взаимодействия воды и живого вещества в условиях усиленного воздействия антропогенного фактора на водные экосистемы.
ГЛАВА 1
УГЛЕВОДЫ
ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА
Углеводы играют важнейшую роль в основных метаболических и энергетических процессах растительных клеток, входят в состав их структурных компонентов, но не относятся к числу биологически активных соединений высших растений. У водорослей углеводы сохраняют основные позиции своей структурной и функциональной роли. Однако в связи с особенностями обитания водорослей в водной среде или почве, с которыми клетки постоянно поддерживают интенсивный обмен не через специализированные органы и структуры, а значительной частью клеточной поверхности за счет мембранного транспорта, спектр физиологической активности углеводов в значительной мере расширяется.
Как видно из литературных данных [17, 22, 125, 197, 217, 723], многие вопросы химического состава клеточных и экзогенных углеводов водорослей, их трансформации в среде в спирты, альдегиды, кетоны, органические кислоты и другие соединения, экологической значимости и роли в межорганизменном обмене веществ растений уже достаточно освещены. Более того, признано [550], что моносахара, дисахариды, полиоксиспирты и гликозиды основных типов водорослей (Chlorophyta, Rhodophyta, Heterokontophyta) могут служить индикатором их определенных таксонов при классификации представителей альгофлоры на уровне подкласса или на генетическом уровне. В связи с этим важное значение имеют те моменты, которые приближают углеводы к категории биологически активных соединений, играющих важную роль в формировании качества природных вод и гидробиоценозов. Это тем более необходимо, что накапливаются данные о влиянии углеводов высших растений на образование в клетках фитоалексинов как соединений, защищающих их от бактерий [2691.
Основную массу углеводов водорослей составляют полисахариды, среди которых в значительном количестве представлены разнообразные растворимые и физиологически активные компоненты. Исходя из принятой классификации [464], все растительные полисахариды делят на следующие группы: 1) запасные полисахариды, которые у водорослей представлены главным образом глюканами и локализованы внутри клеток; 2) фибриллярные компоненты клеточных стенок, к числу которых в большинстве случаев как у высших растений, так и водорос-
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:pahutaawe(n}rambler ru
Вещества
Синезеленые
Красные
Криптофито- вые
Динофитовые
Углеводы
Сахарные спирты **
Маннит
С-инозит
Дульцит Сорбит Волемит (ламинит) С-метил инозит
Моносахариды Гексозы
D-глюкоза (декстроза)
Нигероза (3-0-а — D-глюкопирано зил-D-глюкоза)
D-фруктоза (левулеза) D-галактоза D-манноза £-фукоза £-сорбоза D-апиоза Ангидрогексоза £-рамноза
3,6- ди дезоксигексозы (быстроидущие сахара)
Гептозы D-манногептулоза D-седогептулоза Пентозы £-арабиноза D-ксилоза D-рибоза D-рибулеза Дисахариды
Сахароза Мальтоза
Целлобиоза (Р-глюкозидоглюко- за)
Трегалоза
Гентибиоза (6-глюкозо-р^-глюко- пиранозид)
Г ал а ктозидгл и цер аты(флор идо-
зид, изофлор идозид)
Ма н нозидогл ицерат
Лактоза (р-галактозидоглюкоза) Неизвестный олигосахарид Мелибиоза (6-глюкозо-а-галакто- зид)
Трисахариды
Рафиноза (мелитриоза)
Тетрасахариды
Стахиоза
Аминосахара Полисахариды Запасные
Крахмал
До 70
+
+х +х +х
+х
+х +
+
до 70
+ + + + +
+
+х
+х
4-х
+х
4-х
?
4-
+
4-
Таблица 1. Качественный состав углеводов водорос
лей и высших растений (цифры означают проценты)_
Хризофито- вые f.-чллотистые)
Ксантофито- вые (желто- зеленые)
Диатомовые
Бурые
Эвгленовые
Зеленые
Высшие растения
+ ” +
1Zt+++
-2---+
Z-+♦--
4-х4-х4-х4-
+
+У4-0+х+х+
±У±Х+х
4-У+х++
+
Вещества
Синезеленые
Красные
Криптофитов ые
Динофито- вые
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail pa hutaawe® ram bier ru
Флоридский крахмал
Крахмал синезеленых
Ламинарии
Парамилон
Хризоламинарин (лейкозан)
Глюкофруктозан
Фруктозаны (инулины)
Гликоген
Структурные
Каллеза
Целлюлоза
Фукоидин (фукан)
Альгиновая кислота
Аскофиллан
Фуциновая кислота (?)
Пектиноподобные полиурониды
Пектиновые вещества (пол ига л акту роновая кислота)
Уроновые кислоты
(£>-маннуроновая, £-гулуроновая, глюкуроновая)
Гемицеллюлозы
Галактаны
Ксилан и маннанхо
Сульфополисахариды
Сульфатированные производные галактозы
(агар — 15—20 %, гелан — 15— 25 %, каррагинин — 50—75 %, агароид, фурцелларин, фуноран, порфира н)
Хитин (хитозан)
Му колол имеры (муреин)
D, £-галактозаны
5 Л ° в ?_Ме обозначения: (+) —* наличие вещества доказано; (—) — ве ' *" обнаруживается не у все* представителей отдела; (4-о) — обнару не иДентиФиЦирован; (? + ) — в клеточных оболочках хлореллы Bononnr^T^^(* *> Т у синезеленых в гетероцистах обнаружено мно
„canaliculate волемит образуется параллельно с маннитом на свету при
в оболочке Staurastrum sp. обнаружен лигниноподобный стенок, —* многие зеленые водоросли синтезируют большое количество комплекс «^r^^™^Ji^y?vZa ^у диатомовых — 7 видов рода Chaetoceros в составе клеточ
Датиоовянимр RкРасные Водоросли содержат водорастворимые ксиланы
ф тиро иные в той или иной степени; пустые места — отсутствие сведений.
леи относят целлюлозу; 3) матричные компоненты клеточных стенок (включая внеклеточные полисахариды), которые также в основном представлены различными глюканами.
Анализ имеющейся информации по составу углеводов водорослей, их физико-химической и метаболической активности в клетке, около- клеточном пространстве и специфичности влияния на функционирование бактерий, грибов и представителей альгофлоры позволяет рассматривать углеводы водорослей как группу биополимеров, проявляющих
Продолжение табл. 1
Хризофи- товые (золотистые)
Ксантофито- вые (желто- зеленые)
Диатомовые
Бурые
Эвгленовые
Зеленые
Высшие растения
до 20
до 60
?
?
щество не обнаружено; (?) — наличие вещества не доказано, но имеются единичные факты живается в период клеточного деления; (4-Х) — обнаруживается после гидролиза поли- обнаружен хитин и продукт его деструкции — хитозан; при дальнейшем расщеплении хи- го моногексозидов, производных полиоксиспиртов с удлиненной цепью; (4-*) — У бурой фотосинтезе; (4~оо) — у зеленых водорослей идентифицированы галактоараби н озо ксил ан ы материал — 5,6 % массы стенок# а у Pediastrum duplex обнаружен спорополленин — 3,3 % ных водорастворимых полисахаридов# у которых несколько гидроксильных групп замещены ных и внеклеточных углеводов; внеклеточные полисахариды состояли из 6-дезоксисах аров или 6-1.4-маннаны, 6-1.4- ксиланы, В- 1,3-ксиланы; L-галактозу* ангидрогалактозу, суль
биологическую активность. В пользу сказанного свидетельствуют следующие положения;
от высших растений водоросли различных отделов отличаются не только значительным разнообразием и специфичностью углеводов, обилием полисахаридов (табл. 1), но и способностью последних к комплексообразованию:
важную роль играет характер локализации и трансформации углеводов: значительную долю углеводов водорослей составляют экзо-
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaawe^rambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaawe^rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaawe^rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaawe^rambler ru
генные водорастворимые полисахариды слизей (например, галактан- 'сульфаты — агар, каррагинин, водорастворимые ксиланы — у красных водорослей; комплексные водорастворимые полисахариды, содержащие несколько гидроксильных групп, замещенных сульфатом — у зеленых водорослей; сульфатированные полисахариды — у сине- зеленых водорослей и т. д.), легко подвергающиеся бактериальному разрушению (брожению, гидролизу) и трансформации, а также простые углеводы, выделяемые клетками в среду прижизненно и постле- тально и формирующие РОВ воды [1971;
в определении физиологической активности углеводов большое значение имеют особенности их утилизации клетками из РОВ воды и влияние усваиваемых соединений на рост, размножение и метаболические процессы водорослей;
немаловажно также участие экзогенных полисахаридов в физико-химических процессах сорбции, ионообмена, двигательных реакциях клеток.
Как видно из данных табл. 1, наряду с обычными, свойственными высшим растениям углеводами, в клетках водорослей обнаружено много специфических соединений, которые обладают способностью к комплексообразованию, характеризуются биологической активностью и легко трансформируются в физиологически активные метаболиты. Особый интерес в этом плане представляют полисахариды. Они проявляют значительную биологическую активность — вирусоцидную, про- тивомикробную, антикоагулянтную, осморегулирующую. В фармакологическом отношении наиболее интересны каррагинин, ламинарии, агар и альгиновая кислота, составляющие десятки процентов массы крупных водорослей.
Агар представляет собой смесь двух полисахаридов — агарозы и агаропектина. Агароза — линейный полимер, представленный чередующимися фрагментами Р — D-галактозы, соединенных 1 ->- 4-гли- козидной связью, и 3,6-ангидро-а — L-галактозы (связь 1 -> 3); примерно на 10 фрагментов галактозы она содержит сульфатную группу, соединенную эфирной связью с С6-атомом. Одновременно в агарозе имеется один остаток пировиноградной кислоты в виде 4,6-О-(1-кар- боксиэтилиденовой) группы примерно на 51 фрагмент галактозы. Подобное строение имеет агароза из Ahnfeltia plicata, Gelidium amancii, G. cartilagineum. Однако соотношение остатков D и L-галактозы в агарозе, полученной из различных источников, неодинаково. Агаропек,- тин содержит D-галактозу, 3,6-ангидро-О-галактозу, D-глюкоуроно- вую кислоту и эфирносвязанный сульфат. Состав агаропектина, как и агарозы, зависит от вида водоросли. Каррагинин — сульфатированный полисахарид, состоящий только из фрагментов D-галактозы, соединенных регулярно чередующимися Р-1 -> 4- и а-1 -> 3-связями. Считают, что каррагинин является сложной смесью полиоз (х, X, i- и р-карра- гининов), различающихся по отношению к осаждающему действию ионов калия. Ламинарии — также линейный полимер, дающий при
гидролизе только глюкозу. Альгиновая кислота — смесь полисахаридов, состоящих из остатков D-маннуроновой и L-гулуроновой кислот.
Отдельные типы полисахаридов характерны для различных систематических групп водорослей. Так, красные водоросли накапливают преимущественно агар (до 30 %) и каррагинин; бурые— альгиновую кислоту (до 40 %) и ламинарии [60]. Указанные полисахариды обладают не только ценными физико-химическими свойствами, но и достаточно высокой реактивностью, способностью к ионообмену и комплексообразованию. Например, внеклеточная связь красной водоросли Porphyridium cruentum представлена комплексом кислого полисахарида и белка [506], а полисахариды Ochromonas malhamensis обратимо превращаются в изофлоридозид (о-а-^-галактопиранозил-^-глицерин), который, как и флоридозид (галактозидоглицерат), встречающийся у красных водорослей (Nemalion multifidum, Scinala turgia, Liagora canariensis, Digenea simplex, Alsidium corallinum), играет важную роль в осморегуляции клетки [525]. У Chlamydomonas reinhardtii 95 % оксипролинов обнаруживаются во фракции олигосахаридов, с которыми аминокислота связывается гликозидной связью [606]. В настоящее время полисахариды водорослей пытаются направленно синтезировать по линии управляемого биосинтеза при выращивании отдельных видов в массовой культуре. Например, у Porphyridium cruentum в зависимости от pH среды внеклеточные полисахариды составляли 10—40 г/л [2321.
БИОЛОГИЧЕСКАЯ АКТИВНОСТЬ ПОЛИСАХАРИДОВ
Наиболее полная сводка по биологической активности углеводов в отечественной литературе представлена И. С. Гуриным и И. С. Ажги- хиным [60]. Известно, что каррагинин и другие полисахариды Gelidi- um cartilagineum ингибируют развитие вирусов гриппа В и эпидемического паротита. Сульфатированные полисахариды из Chondrus cris- pus и других бурых водорослей оказывают аналогичное действие в отношении широкого спектра вирусов (пикорна-, арбо-, герпес-, и микса- вирусов). Существенный антикоагулянтный эффект, удлиняя время свертывания крови in vivo и in vitro, проявляют агар, агароид, каррагинин и особенно сульфатированный ламинарии (нейтральный глюкан с примесью трех сульфатированных гетерополисахаридов). Введенный животным внутривенно, он не уступает [60] по своему действию гепарину. Противосвертывающее действие водорослевых полисахаридов, как правило, увеличивается с возрастанием числа сульфатных групп в их молекуле, при этом каррагинин в дозеЗмг/кг не оказывает токсического действия и даже в дозе 10мг/кг не вызывает изменений в поведении животных или каких-либо функциональных нарушений. При введении кроликам оптимальных доз препарата удалось достичь удлинения времени свертывания крови до 30 мин (кровь контрольных животных свертывалась в течение 6 мин).
Водорослевые полисахариды, особенно сульфатированные, проявляют также антилипемическое и антитромбическое действие, аналогичное эффекту гепарина [60]. При этом просветляющее действие на липе-
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail .pahutaciwetfljrambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail .pahutaciwetfljrambler ruмическую плазму экспериментальных животных полисахариды оказывают при внутрисосудистом, внутримышечном, интраперитонеальном и подкожном введении. Найдено [60], что природные и модифицированные полисахариды водорослей в эксперименте и клинических условиях существенно ингибируют активность пепсина, а также вызывают резкое ослабление желудочной секреции и оказывают общее ан- тиульцерогенное действие.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail .pahutaciwetfljrambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail .pahutaciwetfljrambler ru
К числу давно известных и ценных компонентов полисахаридного комплекса бурых водорослей относится и альгиновая кислота (поли- 1 -* 4-р-Р-маннуроновая кислота). Как и агар, она широко используется в народном хозяйстве из-за ценных физических свойств — способности образовывать прочные студни и поглощать значительное количество воды. Альгиновая кислота и ее соли широко применяются наряду с агаром в различных отраслях промышленности — лакокрасочной, писчебумажной, текстильной, парфюмерной, пищевой и др. Кроме того, альгинаты все шире используются в производстве готовых лекарственных средств и фармацевтических составов как склеивающие и разрыхляющие вещества, а также как стабилизаторы, загустители, эмульгаторы и пролонгаторы лечебного действия. Особый интерес представляет кровоостанавливающий эффект альгинатов (в частности, альгината кальция), резкое повышение эффективности противовирусных вакцин, приготовленных с использованием альгината натрия, и особенно способность этих веществ в значительной степени ослаблять всасывание радиоактивного стронция желудочно-кишечным трактом, многократно подтвержденную в эксперименте и клинической практике [60].
Примером биологически активных углеводов водорослей может быть и кислый полисахарид хлон А, выделенный из Chlorella pyrenoidosa [7751. При гидролизе хлон А, имеющий вид белого аморфного порошка, растворимого в воде и нерастворимого в органических растворителях, расщепляется с образованием рамнозы, арабинозы, глюкозы, галактозы, глюкоуроновой кислоты. Найдено, что хлон А обладает высокой биологической активностью, индуцируя in vitro и in vivo образование интерферона. После инъекции препарата мышам через 2,5 ч в крови животных обнаруживается высокий титр интерферона, который стабилен при 56 °C и pH 2,0. Установлено [775], что хлон А обладает и противоопухолевым действием в отношении асцитной карцио- мы Эрлиха и значительной защитной активностью в отношении вируса гриппа.
Биологическая активность водорослевых углеводов, в частности их автостимулирующая роль, доказана [501 на примере соединений, выделенных из природной воды в местах скопления Aphanizomenon flos- aquae при «цветении» воды Microcoleus vaginatus в одном из озер 1197,211].
Наличие биологической активности водорослевых углеводов можно объяснить несколькими причинами. С одной стороны, этому способствует специфичность структуры углеводов, способность к комплексованию, а также различные пути их образования и попадания в воду. С другой стороны, по ряду химических особенностей углеводы водо-
рослей, в отличие от углеводов высших растений, близки к бактериальным и имеют в своем составе большое количество переходных форм, стоящих на границе различных типов метаболических реакций, т. е. тех форм, где возможна большая частота «свободной игры эволюции» с образованием метаболитов, не подвергающихся жесткой элиминации как невыгодные для клетки [3361. Нет сомнения в том, что среди водорослей можно встретить много таких форм, у которых способность «свободной игры эволюции» выражена в достаточно сильной степени. Это в свою очередь должно приводить к созданию разнообразных форм биохимических соединений, в том числе и обладающих биологической активностью и легко транспортируемых через мембраны. В частности, доказано, что транспорт полисахаридов через клеточные мембраны происходит в двух направлениях (из клетки в среду и из среды в клетку) и осуществляется (например, у красной водоросли Porphyridium cruen- tum) с помощью аппарата Гольджи. Поступившие во внешнюю среду углеводы активно включаются во внутр иводоемные процессы и оказывают самое разностороннее влияние как на саму среду так и на обитающие в ней организмы [684].
ВНЕКЛЕТОЧНЫЕ УГЛЕВОДЫИ ИХ ФУНКЦИОНАЛЬНАЯ АКТИВНОСТЬ
Экскретирование полисахаридов в околоклеточное пространство осуществляется интенсивно в течение всей жизни клетки. Образующийся вокруг клеток слой слизевых полисахаридов играет важную роль в формировании околоклеточного пространства, в аллелопатических взаимодействиях, процессах сорбции и десорбции, ионообмена и защите клеток от воздействия экстремальных факторов.
Количество образуемых полисахаридов и их структура зависят от вида водорослей, их возраста, стадии развития и ряда других факторов [197]. Максимальное количество углеводов выделяется в конце логарифмической фазы роста. Так, в зависимости от вида водорослей в среду выделяется полисахаридов от 174 до 557 мг/л, причем максимальное их количество образуется у синезеленых водорослей. Например, Anacystis nidulans, вызывающий «цветение» воды в пресных водоемах, в процессе развития выделяет от 360 до 446 мг/л внеклеточных полисахаридов, которые обогащают среду безазотистыми веществами [7011, причем его менее солеустойчивые штаммы, как и других синезеленых водорослей (Anabaena variabilis, Synechocystis aquatilis, Microcystis firma), образуют больше внеклеточных полисахаридов, чем более устойчивые [7121. Anabaena flos-aquae образует экстрацеллюлярные полисахариды, составляющие почти 40 % общего количества продуцируемых углеводов или 28 % количества органического вещества. При этом следует отметить, что уровень внутриклеточных полисахаридов значительно меньше и составляет соответственно 16 и И % Оба типа углеводов представлены глюкуроновой кислотой, глюкозой, ксилозой, рибозой (соотношение 1 : 88 : 39 : 3), причем источником углерода для их синтеза кроме СО2 является £)-фруктоза [6141.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-maiI.pa hut aq we®rambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-maiI.pa hut aq we®rambler ruТалломы морских водорослей в нормальных условиях выделяют в воду 1,5—8,5 % ассимилированного в процессе фотосинтеза углерода, причем этот процесс происходит в течение всего года и полных суток, стимулируется светом и мало зависит от функционального аппарата водорослей [180]. Растворимые полисахариды, выделяемые в среду клетками Chlamydomonas mexicana, Prymnesium parvum, Isochrysis gal- bana, составляют примерно 25 % общего количества органического вещества и углеводов, продуцируемых водорослями [583], а выделение в среду ихтиотоксина Prymnesium parvum связано со значительным уменьшением (на 37 %) внутриклеточных углеводов [692]. При развитии зеленых протококковых водорослей (например, Chlorella pyrenoidosa, Ch. vulgaris) также обнаруживаются экзогенные соединения углеводной природы, количество которых составляет 4—15 % углеводов клеток и 30—40 % общего количества органического вещества в среде. При этом отмечено, что качественный состав углеводов, выделяемых 2 видами водорослей, очень близок и основное различие заключается в количественном соотношении накапливающихся веществ [141]. Содержание углеводов в морской воде служит надежным показателем и количества диатомового фитопланктона [5851. Более того, в морях максимальная концентрация взвешенных углеводов зарегистрирована в пределах евфотного слоя, причем спектр моносахаридов, образующихся в результате кислотного гидролиза взвеси и представленных глюкозой, фруктозой, маннозой и галактозой, близок к составу растворенных углеводов [490].
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-maiI.pa hut aq we®rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-maiI.pa hut aq we®rambler ru
Следовательно, как простые, так и сложные углеводы являются обязательным компонентом водной среды. Образуясь в процессе жизнедеятельности водорослей и других гидробионтов, попадая в среду в результате их прижизненных выделений и постлетального распада органического вещества, трансформируясь в воде под влиянием биологических и химических факторов, углеводы оказывают существенное влияние на формирование качества воды [197], структуру и функционирование гидробиоценозов, в первую очередь за счет бактерий, водорослей и грибов.
Углеводы активно используются бактериями различных физиологических групп и в разной степени утилизируются клетками водорослей в связи со свойственным последним миксотрофизмом [1251. Экзогенные углеводы оказывают самое разностороннее влияние на рост, размножение и метаболическую активность водорослей различных систематических групп. Сахара, используемые из среды, например, сине- зелеными водорослями, по характеру влияния делятся на группы: 1) участвующие только в энергетических процессах окисления (арабиноза, глюкоза); 2) участвующие и в конструктивных, и в энергетических процессах (мальтоза); 3) участвующие только в конструктивных процессах (лактоза). Так, Anabaena variabilis усваивает на свету 12—15 % внесенного количества глюкозы, хотя в темноте потребление последней не установлено [167]. Хлорелла активно ассимилирует 92 % экзогенной глюкозы и только 8 % ее теряет на дыхание [768].
Влияние растворенных в воде углеводов на жизнедеятельность клеток водорослей полифункционально. Для иллюстрации мы выбрали 14
несколько видов синезеленых водорослей, наиболее часто используемых в качестве объектов при изучении миксотрофизма, а также набор сахаров, обычно в том или ином количестве регистрируемых в природных водах [201]. Как видно из данных табл. 2, многие углеводы усваиваются клетками различных видов водорослей и оказывают влияние на многие стороны их функциональной активности. В целом степень потребления клетками водорослей различных сахаров (О-глюкозы, маннозы, фруктозы, галактозы, арабинозы, рибозы и др.) зависит от их концентрации в среде [487]. Углеводы, как и ацетат, усваиваются водорослями благодаря наличию окислительной ассимиляции органических субстратов [448], хотя в клетках различных водорослей (например, из родов Chlorel la, Anacystis, Spirulina) имеются метаболические барьеры — дополнительные биосинтезы, стоящие на пути экзогенной глюкозы к месту ее возможного регуляторного действия в хлоропласте [203].
Углеводы водорослей значительно влияют на рост, размножение и функциональную активность сопутствующих бактерий, в тесных ассоциациях с которыми представители альгофлоры развиваются в природных биотопах. Бактерии, в свою очередь, оказывают влияние на метаболические процессы клеток водорослей и других микроорганизмов. Например, глюкоза, галактоза и фруктоза из гидролизатов слизи ди- нофитовой водоросли Katodinium dosrabisulcum ингибировали рост одних и стимулировали развитие других видов (18 из 36 исследованных) морских бактерий [599], которые обеспечивали водоросли дополнительным количеством витамина В12, тиамина, биотина и других биологически активных веществ. Важное значение имеет и возможность индуктивного влияния углеводов на метаболизм клеток водорослей, поскольку углеводы всегда обнаруживаются в околоклеточном пространстве. В частности, обнаружена [5361 инициация биосинтеза антибиотиков и фитоалексинов в тканях растений в присутствии незначительного количества олигосахаридов, выделенных из стенок клеток патогенного гриба Phytophora. Эта группа олигосахаридов названа олигосахаринами. По своему химическому составу они содержат 7—15 гексозных остатков, которые образуются при энзиматическом распаде пектина или гемицеллюлозы клеточных стенок.
Показано, что олигосахарины ингибируют рост, индуцированный ауксином, и цветение у гороха, нормализуют процесс морфогенеза у табака, т. е. проявляют самую различную физиологическую активность. Наличие углеводов такого типа нельзя исключить и для клеток талломных растений. Учитывая локализацию большого количества углеводов в околоклеточном пространстве, нужно иметь в виду, что биологическая активность водорослевых углеводов может быть обусловлена и другими причинами, в частности способностью полисахаридов к ионообменным реакциям, реологическим и газоудерживающим функциям. Как известно, по механическим свойствам экзогенные слизи водорослей представляют собой слабые гели, плохо смешивающиеся с водой, поэтому у слизей не исключены реологические свойства для обеспечения функциональной транспортной активности (особенно у жгутиконосцев) подобно реснитчатым эпителиальным клеткам. Выделение слизи
Вид водорослиВид водорослиСинезеленыеMicrocystis aeruginosaHapalosiphon welwitschiiNoctos muscorumAnabaena variabilisPhormidium sp.Lyngbya sp.Chlorogloea microcystioidesSpirulina platensisAnacystis nidulansAnabaena ambiguaСинезеленыеMicrocystis aeruginosaHapalosiphon welwitschiiNoctos muscorumAnabaena variabilisPhormidium sp.Lyngbya sp.Chlorogloea microcystioidesSpirulina platensisAnacystis nidulansAnabaena ambiguaScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaawe^rambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaawe^rambler ruЗеленыеDunaliella tertiolectaChlorella vulgarisChlorella sp.Ch. pyrenoidosaCh. ellipsoideaDictyococcus cinnabarinusScenedesmus quadricaudaCoelastrum microporumЗеленыеDunaliella tertiolectaChlorella vulgarisChlorella sp.Ch. pyrenoidosaCh. ellipsoideaDictyococcus cinnabarinusScenedesmus quadricaudaCoelastrum microporumЖелтозеленыеMonodus subterraneaeBotrydiopsis sp.ЖелтозеленыеMonodus subterraneaeBotrydiopsis sp.
Вид водоросли
Вид водоросли
Синезеленые
Microcystis aeruginosa
Hapalosiphon welwitschii
Noctos muscorum
Anabaena variabilis
Phormidium sp.
Lyngbya sp.
Chlorogloea microcystioides
Spirulina platensis
Anacystis nidulans
Anabaena ambigua
Синезеленые
Microcystis aeruginosa
Hapalosiphon welwitschii
Noctos muscorum
Anabaena variabilis
Phormidium sp.
Lyngbya sp.
Chlorogloea microcystioides
Spirulina platensis
Anacystis nidulans
Anabaena ambigua
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaawe^rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaawe^rambler ru
Зеленые
Dunaliella tertiolecta
Chlorella vulgaris
Chlorella sp.
Ch. pyrenoidosa
Ch. ellipsoidea
Dictyococcus cinnabarinus
Scenedesmus quadricauda
Coelastrum microporum
Зеленые
Dunaliella tertiolecta
Chlorella vulgaris
Chlorella sp.
Ch. pyrenoidosa
Ch. ellipsoidea
Dictyococcus cinnabarinus
Scenedesmus quadricauda
Coelastrum microporum
Желтозеленые
Monodus subterraneae
Botrydiopsis sp.
Желтозеленые
Monodus subterraneae
Botrydiopsis sp.
Таблица 2. Влияние растворимых углеводов на рост, размножение иметаболические процессы в клетках различных водорослей [5, 125 136 145 159,167, 372, 650, 664, 700. 705, 768]
Характер влияния
гл — задерживает уменьшение сухой массы в темноте
гл, лак, сах; 4 гл; 9 гл; 8 гл, сах; 6 гл, сах.— стимулирую! рост водоросли на свету и повышают урожай биомассы тем больше, чем выше освещенность;
гл, лак, сах — репрессируют образование гетероцист
сах — ускоряет отмирание клеток
гл, фр, сах; 1 гл, фр, сах — увеличивают на И—40 % количество углеводов за счет несвязанных моноз, дисахарндов и запасных полимеров
гл, фр, лак, ар, рам, сах — способствуют накоплению белков; изменяют количественные показатели и качественный состав аминокислот
гл, фр, гал, сах — уменьшают в 5 раз содержание фикобилинов и вызывают специфические хроматические изменения в клетках
фр — стимулирует рост в 10 раз, подавляет образование гетероцист
гл, гал — усиливают в 22—25 раз рост
гл, мал; 16 сах — стимулируют клеточное деление
гл — задерживает деление клеток
гл, фр, гал, ар, май — обеспечивают рост водоросли в темноте
гл — повышает урожай водоросли,стимулирует образование хлорофилла
гл, гал —усиливают накопление полисахаридов, усиливают накопление p-каротина
гл, фр, гал, лак; 13 мая — уменьшают содержание хлорофиллов, подавляют синтез линоленовой кислоты, усиливают накопление кето-каротиноидов
гл — подавляет световые реакции фотосинтеза
гл, гал — способствуют образованию гигантских клеток
гл, ф, гал, лак, ар, рам, кс, риб, сор, мал, стах — усиливают клеточное дыхание в разной степени
, 20 гал, лак, кс — стимулируют клеточное деление, усиливают образование хлорофилла
Условные обозначения: ар — арабиноза, гал — галактоза, гл — глюкоза, кс — ксилоза, лак — лактоза, мал — мальтоза, ман — манноза, рам — рамноза, раф — рафиноза, риб — рибоза, сах — сахароза, сор — сорбоза, стах — стахиоза, фр -* фруктоза; цифрами обозначен вид водоросли, на котором выявлено влияние.
в наружную среду как причина движения нитей отмечено и для Oscillatoria sancta, О. tenuis [716]. Доказано влияние полисахаридов водорослей на поверхностное натяжение воды. Слизевые полисахариды донных синезеленых водорослей, образуя прозрачные желеобразные матриксы, в своей массе удерживают пузырьки газа, являющиеся своеобразным резервуаром кислорода для обитателей бентоса в темное время суток [508].
Таким образом, разнообразные стороны внутриклеточной физиологической активности углеводов водорослей, важная функциональная роль их эндогенных компонентов и внеклеточных полисахаридов позволяют относить основную часть углеводов к группе биологически активных соединений водной среды- Поэтому изучение динамики изменений качественных и количественных характеристик углеводов водорослей различных систематических групп, успешный опыт иммобилизации их клеток (например, Porphyridium cruentum) на полиуретановом пенопласте с сохранением способности образовывать и выделять в жидкую фазу до 0,7 г/м2 полисахаридов за день (при их продукции в клетках около 2 г/м2 в день) открывают реальные перспективы создания новых биотехнологий биосинтеза природных органических соединений углеводной природы за счет использования функциональной активности автотрофных микроорганизмов.
УЧАСТИЕ УГЛЕВОДОВ ВОДОРОСЛЕЙВ ФОРМИРОВАНИИ КАЧЕСТВА ПРИРОДНЫХ ВОД
Наряду с физиологической активностью углеводов по отношению к водорослям и другим гидробионтам, их большой хозяйственной ценностью для практического использования представляет интерес значение этой группы биополимеров в формировании качества природных вод. По сравнению с другими химическими компонентами водорослевых клеток углеводы содержатся в последних в большом качественном наборе и в максимальном количестве. Это обусловливает поступление больших объемов углеводов в воду как в результате прижизненных выделений, автолитических процессов, так и вследствие постлетального разложения клеточного материала и микробиологического гидролиза полисахаридов слизевых влагалищ клеток. В обогащении воды РОВ, в том числе и углеводной природы, существенную роль играют:
размножение водорослей (высвобождение автоспор или половое размножение), в процессе которого в воду попадает значительное количество веществ материнской клетки;
прижизненно экскретируемые полисахариды слизей (например, при движении, в качестве защитных или адаптационных приспособлений), которые размываются водой и гидролизуются на моно- и олигосахариды под влиянием бактерий. Последние осуществляют как окислительную минерализацию углеводов, так и различные типы их сбраживания (молочнокислое, спиртовое, ацетоно-бутиловое, маслянокислое и др.) с накоплением в воде разнообразных химических соединений (молочной и масляной кислот, спиртов, ацетона и др.), ухудшающих качество природных вод, придающих им неприятные запахи, привкусы,
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail pahutaqwe®rambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail pahutaqwe®rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail pahutaqwe®rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail pahutaqwe®rambler ru
биологическую неполноценность. В природных условиях процесс разложения полисахаридов слизи начинает осуществляться уже в первые часы образования скоплений водорослей, например, в местах их ветровых сгонов. По мере прохождения брожения pH воды в зависимости от интенсивности процессов через 24 ч снижается от 7,4—7,6 до 6,7—5,5, через 48 ч — до 5,9—4,9, через 72 ч — до 5,7—4,7 и даже 4,3. Такое существенное падение pH среды оказывает большое влияние на подвижность ряда металлов, усиливает вымывание их из донных отложений, биоорганических комплексов. Значительно изменяется в этих условиях и весь комплекс процессов самоочищения при участии биологического звена;
взрывообразное разрушение клеток как в результате автолитических процессов, так и под влиянием цианофагов [112];
пассивная диффузия органических соединений через мембраны и слияние внутриклеточных пузырьков с плазмалеммой [466];
микробиологическое разрушение отмерших клеток водорослей.
Естественно, что в природных условиях одновременно осуществляется весь комплекс названных процессов, поэтому общие масштабы обогащения воды растворенными органическими веществами достаточно велики.
Как видно из данных табл. 3, водоросли очень быстро выделяют метаболиты в окружающую среду, обогащая воду самыми различными водорастворимыми соединениями [197]. Интенсивность выделения последних зависит от физиологического состояния клеток и условий их выращивания. Особенно интенсивно метаболиты выделяются клетками в том случае, когда условия питания и другие факторы роста не гармонируют друг с другом, как, например, в период массового развития водорослей. Обогащение воды экскретируемыми веществами зависит также от снижения, активности участвующих в этом процессе организмов: у активно функционирующих организмов происходит как выделение, так и усвоение растворенных органических соединений; у ослабленных организмов превалирует выделение метаболитов [197, 705]. Это объясняется тем, что у водорослей очень низкое сродство к субстратам, и для гетеротрофного роста необходимы их высокие концентрации. Усвоение растворенных органических соединений — активный физиологический процесс, требующий определенных энергетических затрат и затухающий у ослабленных организмов. Считают, что именно уровень сродства к субстрату не позволяет водорослям конкурировать с бактериями за использование органических веществ в естественных условиях [627].
На интенсивность экскреции метаболитов клетками существенное влияние оказывает освещенность [197, 705]. Например, при выдерживании фитопланктона на солнечном свету (50 клк) углеводов выделялось значительно больше, чем при искусственном освещении (4,5 клк).
О сравнительном соотношении объемов попадающих в воду органических компонентов и их качественном наборе свидетельствуют данные по экскреции клетками фитопланктона меченных по 14С соединении (табл. 3). При 2-часовой экспозиции фитопланктона, представленного природными популяциями синезеленых водорослей (Oscillatoria re-
dekei. Microcystis, Microspora stagnorum) на солнечном свету в среду в виде растворимых соединений выделялось 33—58 % радиоактивного углерода в виде глюкозы, галактозы, мальтотриозы и мальтотетрозы [7051. О количественных показателях процесса обогащения воды углеводами представление дают данные по стерильному разложению в воде, например, клеток Coelastrum microporum [7051: содержание полисахаридов и сахаров, попавших в воду, составляло 5,7—25 мг/л, их молекулярная масса — 3500—8000 и более 500 000 (высокомолекулярные соединения).
Углеводы оказывают разнообразное влияние на формирование качества воды. Они служат субстратом для питания бактерий, грибов, дрожжей, актиномицетов, развитие которых, с одной стороны, важно
Таблица 3. Выделение растворимых метаболитов водорослей при 2-часовой экспозиции фитопланктона на солнечном свету 1705]
Метаболит
Выделение, % 14С-активности
Метаболит
Выделение, % 14С-актив- ности
Гликолат
19,5
Глутамин
2,7
Цитрат, изоцитрат
0,3
Глюкоза, галактоза
7,4
Валин
2,7
Мальтоза
1,8
Аланин
3,5
Мальтотриоза
14,3
Тирозин
0,4
Мальтотетроза
24,7
Глутаминовая кислота
2,3
3 неизвестных сахара
10,1
Серин
2,9
Липиды
7,4
для процессов самоочищения, с другой — усиливает биологическое и химическое загрязнение воды за счет клеток микроорганизмов и их метаболитов. Как белки и полипептиды, углеводы принимают участие в комплексовании металлов, снижая этим их подвижность и реактивность. Существенно влияют углеводы и на качество водоподготовки: макромолекулярные карбоксиполисахариды водорослей тормозят и снижают эффективность флоккуляции примесей при очистке воды и задерживают удаление из нее низкомолекулярных метаболитов [7051. Это удорожает водоподготовку, ухудшает качество получаемой воды и дает основание относить углеводы водорослей к числу вредных примесей [705].
Таким образом, углеводы как основной структурный и энергетический биополимер клеток водорослей играют важную роль в формировании бактерио- и альгоценозов, в определении характера их функциональной активности и видового разнообразия, в формировании качества воды не только в водоеме, но и в системах водопроводов. Это дает основание рассматривать водоросли не только в качестве объекта дополнительного источника природных углеводов различного типа, но и относить образуемые ими углеводы к числу биологически активных соединений природных вод.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail pahutaci wet® rambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail pahutaci wet® rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail pahutaci wet® rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail pahutaci wet® rambler ru
ГЛАВА 2
ОРГАНИЧЕСКИЕ КИСЛОТЫ И АМИНОКИСЛОТЫ
ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА,КАЧЕСТВЕННЫЙ СОСТАВ И КОЛИЧЕСТВОКЛЕТОЧНЫХ ОРГАНИЧЕСКИХ КИСЛОТ
Органические кислоты и аминокислоты неслучайно рассматриваются в числе биологически активных соединений водорослей. Это обусловлено не только многоканальностью их участия в метаболических процессах растительных клеток, но и присутствием в значительном коли- честве в составе компонентов РОВ культуральных сред и природных вод. Среди органических кислот и аминокислот обнаружен ряд стимуляторов и ингибиторов роста и размножения водорослей, регуляторов фотосинтетических процессов и дыхания.
Значительное количество аминокислот и органических кислот прижизненно выделяется в окружающую среду и вновь поглощается клетками, выполняя важные функции в процессах экологического метаболизма, межклеточных и межорганизменных взаимоотношениях. Важную роль органические кислоты и аминокислоты играют в формировании буферности и карбонатного равновесия среды, в органотрофии и минеральном питании водорослей. Например, доказано, что органические кислоты, выделяемые синезеленой водорослью Entophysalis granulosa, растворяют известковые породы коралловых островов [685], обеспечивая клетки необходимым количеством неорганического углерода и других элементов. Не исключено участие карбоксильных групп этих соединений также и в резервировании неорганического углерода как у водорослей, так и у покрытосеменных растений [527].
Органические кислоты обнаружены в талломах зеленых, бурых, красных и синезеленых водорослей, а также в числе внеклеточных метаболитов не только указанных выше представителей альгофлоры, но и у хризофитовых [705]. Содержание органических кислот несколько колеблется от одного вида к другому, однако связи между систематическим положением водорослей и содержанием органических кислот не отмечено [352].
Количество и качественный состав синтезируемых внутри клеток и поступающих в среду органических кислот зависят от биологических особенностей вида, этапа онтогенеза и степени жизнеспособности клеток, соотношения продукционно-деструкционных процессов и условий выращивания [243]. Например, в слоевище Laminaria saccharina пировиноградная и кетоглутаровая кислоты найдены в концентрации
19—7,6 • 10-8 и 0,5—2,8 • 10-8 молей/г сырой массы соответственно. В молодых слоевищах L. saccharina и L. di git ata обнаружено больше органических кислот, чем у растений второго года жизни, в частности у первых — 9,8—15 - 10—8 и 10,1—12,4 • 10 8 молей/г сырой массы соответственно, у вторых — 1,6—7,5 • 10—8 и 2,5—5,5 - 10 молей/г. Отмечено [352, 4951, что зоны органов размножения бурых водорослей несколько богаче лимонной кислотой по сравнению с остальными тканями, причем повышение количества лимонной кислоты обычно сопровождается понижением содержания яблочной.
Значительным количеством органических кислот отличаются красные известковые водоросли. Например, Amphiora aberrans, Joculator maximus (Corallinaceae), Galaxaura fastigiata, G. falcata, Actinotrichia fragilis (Chaetangiaceae) содержат в общем 43,9—57,0 мг/100 г сухого вещества (или 20,4—51,0 мг/г азота) органических кислот— яблочной, янтарной, фумаровой, лимонной, а-кетоглутаровой, пировиноградной, щавелевой, щавелевоуксусной. По количественному содержанию во всех известковых водорослях преобладает яблочная кислота, затем идут лимонная и янтарная. У неизвестковых красных водорослей Pterocladia tenuis (Gelidiaceae), Gracilaria textorii (Gracilariaceae) найдено 26,9—34,1 мг/100 г сухого вещества (или 9,6—11,9 мг/г азота) органических кислот. Органические кислоты известковых водорос- лей по качественному составу не отличаются от неизвестковых водорослей и высших растений [415]. Содержание органических кислот в клетках изменяется в зависимости от условий выращивания водорослей. Так, при автотрофном развитии Chlorella vulgaris обнаружено мало кетокислот; при гетеротрофном питании и недостатке азота в среде их количество в клетках увеличивается. Нитраты повышают содержание кетокислот по сравнению с аммонийным азотом [604].
Значительный интерес представляет информация о нахождении у водорослей оксикислот [593]. 3-Оксикислоты с длиной цепи С8 — С26 обнаружены в чистых культурах Chlamydomonas reinhardtii, Chlorella pyrenoidosa, Phormidium foveolarum, Anabaena variabilis, Oscillato- ria sp. Среди них обычно преобладали нормальные кислоты с четным числом атомов углерода при длине цепи менее С20. Содержание нормальных кислот и разветвленных (изо- и антеизо-З-ок) составляет у водорослей соответственно 0,036—2,3 и 0—0,12 мг/г сухого вещества. Однако их соотношение у представителей различных отделов отличается. Например, отношение разветвленных кислот к нормальным у синезеленых колеблется в пределах 0,17—0,47 и значительно выше, чем у зеленых и красных (0,0—0,032). В целом микроскопические Chlorophyta, Rhodophyta, а также Cyanophyta являются важным источником 3-оксикислот в природных условиях.
ВНЕКЛЕТОЧНЫЕ ОРГАНИЧЕСКИЕ КИСЛОТЫ
Наряду с клеточными формами органических кислот водоросли содержат значительное количество экзогенных соединений. В числе последних у ряда водорослей (представители родов Chlorella, Ankistrodesmus, Scenedesmus, Chlorococcum, Chlamydomonas, Microcystis, Oscillatoria, 21
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mai I. pa hutaqwe® rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mai I. pa hutaqwe® rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mai I. pa hutaqwe® rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mai I. pa hutaqwe® rambler.ru
Anabaena, Phormidium, Euglena, Ochromonas и др.) идентифицированы яблочная, щавелевая, гликолевая, лимонная, винная, фумаровая, янтарная, а-кетоглутаровая, уксусная, щавелевоуксусная, муравьиная, молочная, пропионовая, глиоксиловая и масляная кислоты [49, 243, 7051, попадающие в среду различными путями. Количество органических кислот в культуральных средах водорослей составляет от 15 до 95 % РОВ, в природной воде — от 8 до 65 % РОВ [243], или примерно 25 % всего количества внеклеточных соединений [1421.
Диапазон колебаний содержания внеклеточных органических кислот обусловлен в основном изменением интенсивности фотосинтетических процессов, темпов размножения клеток водорослей и уровнем накопления их биомассы [2431. Выделению органических кислот способствуют высокая интенсивность освещения (в первую очередь синий свет) и наличие в среде нитратов [2701. Например, у Chlamydomonas количество выделяемых в среду органических кислот и полисахаридов составляет 10—45 % образуемых внутриклеточно. Chlorella vulgaris синтезировала органические кислоты из глюкозы на среде с полипептоном в качестве источника азота. При аэробных условиях основным продуктом была пировиноградная кислота, а молочная, янтарная и муравьиная образовывались как побочные соединения. В стационарной культу- ре хлореллы основной продукт — молочная кислота, хотя при автотрофных условиях выращивания упомянутые кислоты обнаружены в незначительном количестве. У Scenedesmus brasiliensis эффективность образования органических кислот была выше, но качественный состав не отличался. Наименьшей продуктивностью образования органических кислот характеризовался Chlamydomonas sp. [5431.
Наиболее часто в числе основных продуктов секреции обнаруживается гликолевая кислота, которая обычно присутствует в морской воде [4041. Хотя отмечают [2941, что основной продукт выделения водорослей в культуральную среду, обычно принимаемый за гликолевую кислоту, представляет собой полуальдегид мезоксалевой кислоты (полуальдегид кетомалоновой кислоты). Выделение гликолевой кислоты морскими и пресноводными водорослями зависит от фазы их роста, его интенсивности, плотности популяции, концентрации хлористого натрия в среде, содержания кислорода и углекислоты [86]. Например, повышение содержания кислорода в газовой смеси с 21 до 100 % увеличивало выделение гликолевой кислоты Chlorella pyrenoidosa [144]. Максимальное выделение гликолата в среду клетками Ch. pyrenoidosa (штамм Эмерсона) наблюдалось при продувании через культуру газовой смеси с 0,2 % СО2, а также в зависимости от обеспеченности водорослей марганцем [605]. При содержании СО2 1,5 % не происходило выделение гликолата, но поглощение его усиливалось при освещении. Установлена взаимосвязь между скоростью прироста биомассы водорослей и выделением гликолевой кислоты. Считают [404], что выделение гликолата и других внеклеточных продуктов фотосинтеза водорослей, с учетом различных источников ошибок при определении скорости выделения, включая ассимиляцию внеклеточных продуктов гетеротрофами, составляет 5 % общей фиксации углерода в евтрофных водах и до 40 % — в олиготрофных.
Гликолевая кислота у водорослей выполняет разнообразные функции. С одной стороны, она является на свету единственным источником углерода при синтезе аминокислот и других компонентов клетки [602]. Гликолат может использоваться Euglena gracilis как единственный источник углерода на свету, но не в темноте [622], причем превращение гликолата идет по тому же пути, что и у высших растений. С другой стороны, гликолевая кислота не может обеспечить пищевых потребностей сублиторальных водорослей из отделов Chlorophyta, Pyrrophyta, Chrysophyta, Bacillariophyta, хотя 16 из 39 исследованных штаммов могли усваивать как на свету, так и в темноте уксусную кислоту [383], причем в ее присутствии скорость роста возрастала на свету в 1,5— 4,0 раза при pH 8,0 и 9,0.
Гликолевую кислоту потребляют клетки Anabaena flos-aquae, Oscil- latoria sp. co значительной скоростью, причем на свету примерно в 2,4 раза быстрее. Водоросли способны частично окислять гликолевую кислоту до СО2 как на свету, так и в темноте (примерно 50 %) [606]. Экзогенный гликолат окисляется целыми клетками Scenedesmus quadrica- uda и Ankistrodemus convolutus. Окисляют гликолат с трудом или не окисляют его вообще Chlorella pyrenoidosa и Ankistrodesmus braunii. Основными продуктами окисления гликолата является глиоксалат [549]. Поэтому в отдельных случаях гликолат и рассматривают как запасной внеклеточный продукт [642].
Максимальное количество гликолевой кислоты обнаруживается в культуральной среде водорослей в лаг-фазу, минимальное — в логарифмическую и в начальный период фазы уменьшения относительного роста. В стационарную фазу роста клетки водорослей выделяют гликолевой кислоты больше по сравнению с логарифмической, но меньше по сравнению с лаг-фазой.
Chlorella stigmatophora как морская форма превосходит по общему содержанию гликолевой кислоты в среде более продуктивную пресноводную Ch. pyrenoidosa, 2 % NaCl для пресноводной и 3,5 % для морской хлореллы вызывают снижение активности роста и увеличивают выделение гликолевой кислоты на протяжении всего периода культивирования. С увеличением плотности популяции удельные величины накопления как гликолевой кислоты, так и глюкозы у одноклеточных водорослей снижаются [321. Однако имеется мнение о том, что выделение гликолевой кислоты суспензиями клеток диатомовой водоросли Chaeto- ceros socialis носит пассивный характер и пропорционально градиенту концентрации [89].
Накопление гликолевой кислоты в среде в значительной мере связано с хлоропластами и фотосинтетическими процессами. Считают [602], что в клетках имеется система гликолат— глиоксалат, при которой гликолат, окисляющийся вне хлоропласта, образует глиоксалат, проникающий внутрь хлоропласта и играющий роль регулятора при ограниченном доступе СО2.
Связь между фотосинтетическими процессами и накоплением гликолевой кислоты в среде более сложная. Так, Chlorella pyrenoidosa в условиях культивирования, обеспечивающих высокую скорость фотосинтеза, не выделяет гликолевой кислоты или выделяет ее мало. В
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007. e-mai I. pahutaawe® rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007. e-mai I. pahutaawe® rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007. e-mai I. pahutaawe® rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007. e-mai I. pahutaawe® rambler.ru
условиях ингибирования фотосинтеза и изменения направленности обменных процессов выделение гликолевой кислоты резко возрастает. Однако в природных экосистемах наблюдается иная картина. Например, отмечено [243], что преобладание в водоеме процессов первичного новообразования органического вещества над его деструкцией сопряжено с повышением содержания в первую очередь гликолевой (свыше 50 % общей суммы), а также янтарной и винной кислот. Интенсивное протекание деструкционных процессов приводит к увеличению содержания в воде в основном лимонной (свыше 50 %), а также молочной и фумаровой кислот [243]. Качественный состав нелетучих органических кислот в воде может служить показателем интенсивности и соотношения продукционно-деструкционных процессов в водоеме: при Р > D доминирует гликолевая кислота (соотношение гликолевая : лимонная > 1), при Р < D — лимонная кислота (указанное соотношение менее 1).
Водоросли не только выделяют гликолевую кислоту, но и способны ее ассимилировать [89], причем ее трансформация в клетках тесно связана с превращением аминокислот, а также фотодыханием. Как известно [690], фотодыхание включает две основные системы: мейле- ровскую реакцию и систему окисления гликолата с участием РДФ *- оксигеназы. Например, клетки хлореллы способны метаболизировать поглощенный 1- 14С-гликолат с образованием 14СО2 и на свету, и в темноте. Предполагают, что реакция глицин — серин в гликолатном метаболизме сопряжена с образованием восстановленного НАД **. При окислении последнего образуется АТФ ***, который может быть ответствен за наблюдаемый в клетках хлореллы эффект расхождения между энерго-и газообменом [89]. Поскольку многие гидробиологические методы базируются на учете только газообмена и последующих коэффициентах пересчета на энергетические эквиваленты, эта сторона влияния органических кислот, и в частности гликолата, должна привлечь внимание специалистов. Усвоение клетками водорослей гликолевой кислоты влияет не только на указанные выше показатели, но и вызывает задержку синтеза хлорофилла и фотоассимиляции СО2 (например, у Euglena gracilis) [621] при одновременном влиянии гликолата, серина и глицина.
Одни авторы считают [217], что водоросли не способны, как высшие растения, к значительному гликолатному метаболизму, поскольку у них отсутствует гликолатоксидаза (например, у Chlorella, Chlamydo- monas). О функционировании у водорослей неполного гликолатного пути свидетельствуют также, с одной стороны, низкий уровень метаболизма гликолата, с другой — образование серина из 3-фосфоглицера- та, а не из гликолата [217]. Другие авторы, наоборот, обнаруживают в клетках Chlorella vulgaris ферменты глиоксалатного цикла [754] — изоцитразы, синтетазы яблочной кислоты, что указывает на использование ацетата клетками по гл иоксалатному циклу. Гликолат и сукци- нат идентифицированы в числе первых продуктов ассимиляции ацета-
Рибулозодифосфат.
* Никотинамидадениндинуклеотид.
** Аденозинтрифосфат.
та из среды клетками ChloreJi a pyrenoidosa [4431. Функционирует гли- колатный цикл и у Scenedesmus obliquus, Chlamydomonas reinhardtii, Chlorella pyrenoidosa, однако превращение гликолата в серин происходит медленнее, чем у высших растений [3181. В то же время данные последних лет [217] свидетельствуют о том, что обмен гликолата в клетках зеленой нитчатой водоросли Mougeotia осуществляется подобно обмену в тканях высших растений.
БИОЛОГИЧЕСКАЯ АКТИВНОСТЬОРГАНИЧЕСКИХ КИСЛОТ
Среди органических кислот и их производных отмечено много стимуляторов и ингибиторов роста и различных метаболических процессов, а также соединений с антибактериальной активностью. Так, щавелево- уксусная кислота стимулирует декарбоксилирование глицина в клетках хлореллы [89]. Нейтральные и основные оксиаминокислоты, молочная, уксусная, муравьиная, янтарная, а-кетоглутаровая и цис- аконитовая кислоты в концентрации 0,1 мМ способствуют накоплению белков в клетках Nostoc muscorum [125].
Стимулирующий эффект на рост красных водорослей Goniotrichum alsidii и Polysiphonia urceolata в концентрации 4 - 10~3 — 4 - 10-7 М оказывают 3,4-дигидрооксибензойная, кофейная и ферулиновая кислоты [412]. Однако янтарная, лимонная, винная и яблочная кислоты не влияют на рост Chlorella vulgaris и Scenedesmus obliquus; глиоксиловая и глиоксалевая кислоты подавляют его, а муравьиная, масляная и пропионовая кислоты не оказывают влияния на рост водорослей в нейтральной среде и подавляют его в кислой. Добавление в среду гликолевой кислоты, непосредственно ассимилируемой клетками бактериально чистой культуры (а не после ее расщепления бактериями до СО2), повышает скорость роста водоросли [642].
Не потребляемые водорослями в качестве дыхательного субстрата цитраты, оксалаты, сукцинаты, фумараты, малаты, глутаматы, аспартаты, гликолаты и фталаты при добавлении в среду в концентрации от 1/640 до 1/20 М вызывают образование пальмеллоидных форм Chlamydomonas reinhardtii. В то же время добавление уксусной кислоты, используемой при дыхании, не только не приводит к образованию пальмеллоидных форм, но и вообще подавляет деление клеток [492]. Предполагают, что изменение коллоидного состояния желеобразной оболочки водорослей обусловлено взаимодействием органических кислот с кальцием [492]. Пировиноградная, молочная и гликолевая кислоты усиливают рост водорослей только в кислой среде (pH 5,3—5,5) и на свету [159]. Присутствие в среде фумаратов, сукцинатов в различных сочетаниях с сорбитом и аланином усиливает рост и повышает долговечность культуры (с 2—3 до 4—6 мес) морской динофлагелляты Kato- dinium dorsabisulcum [599].
Пировиноградная, уксусная и а-кетоглюконовая кислоты при освещенности 500, 2500 и 5000 лк увеличивают вдвое урожай Anacystis nidulans. При 500 лк клетки водорослей используют также щавелевую и молочную кислоты, что способствует двукратному повышению уро-
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaqwe@rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaqwe@rambler.ruжая [43]. а-Кетоглутаровая кислота в анаэробных условиях и в темноте вызывает исчезновение всех свободных аминокислот у Chlorella vulgaris. Напротив, присутствие в среде 0,02 М ацетата обусловливает накопление в клетках Chlorogloea fritschii до 10 % к сухому веществу поли-Р-гидроксимасляной кислоты, которая при отсутствии ацетата не накапливается. Как известно [328], наличие полиф-гидроксимасляной кислоты у некоторых синезеленых водорослей указывает на их родство с нефотосинтезирующими бактериями Beggiatoa, содержащими это соединение.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaqwe@rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaqwe@rambler.ru
Введение в среду гликолата в концентрации 0,4—4,0—10,0 .мМ на 2—10 % снижает выделение кислорода клетками хлореллы и скорость запасания световой энергии. При экстрагировании гликолата из клеток уменьшается отношение О2/СО2 при фотосинтезе, что указывает на возможность полного возвращения продуктов окисления гликолата в цикл Кальвина [281.
Таким образом, экзогенные органические кислоты оказывают самое разнообразное влияние на рост, клеточное деление, морфологические особенности водорослей, интенсивность и направленность процесссв метаболизма, формирование химического состава клеток, качественный состав и количество выделяемых в среду метаболитов. Механизмы этого влияния окончательно не выяснены, однако ряд основных путей уже исследован. Доказана связь экзогенных органических кислот с фотосинтетическими процессами и энергетикой клеток; установлено, что фиксация углерода на свету из органических кислот (например, Sce- nedesmus quadricauda из ацетата и пирувата) зависит от процессов, идущих с участием второй фотосистемы [1831. При этом найдено, что способствующие росту водорослей органические кислоты, как и сахара, могут действовать не только как источники углерода при его нехватке, но и как эргастоплазматический материал [388], например, у Chlorella pyrenoidosa, Scenedesmus obliquus. Считают, что влияние цитрата и других трикарбоновых кислот на рост и пигментообразование (например, Poteriochromonas stipitata) связаны с изменением значения pH среды при добавлении в нее исследовавшихся кислот — цитрата, пирувата, ацетата, а-кетоглутарата, сукцината, фумарата и малата [377]. Это указывает на то, что функциональное влияние органических кислот среды на метаболизм клеток связано не только с их внутриклеточной трансформацией, но и с важной регуляторной ролью pH.
С влиянием последнего в ряде случаев связывают и антибактериальную активность органических кислот. Доказано [57], что в процессе роста Chlorella vulgaris, Ch. protothecoides идет накопление глюконовой, яблочной, лимонной кислот, способствующее подкислению среды и препятствующее размножению бактерий — Bacillus subtilis, Escherichia coli. Pseudomonas fluorescens [57].
Однако не только с влиянием pH связана антибактериальная активность органических кислот. В числе последних найдена большая группа соединений с высоким бактерицидным эффектом. Антибактериальная активность обнаружена у ряда оксикоричных кислот [4711: кофейной, феруловой, кумаровой и других по отношению к Escherichia coli, Staphylococcus aureus и Bacillus cereus. Наиболее сильным инги-
Рис. 1. Гетероциклические соединения водорослей: / — а-каиновая кислота, 2 — каулерпин
бирующим действием характеризовалась n-кумаровая кислота, которая вызывала ингибирование роста Е. coli на 99,9 % в концентрации 1000 мкг/мл при pH 5,0 и экспозиции 48 ч, а рост S. aureus в концентрации 500 мкг/мл при pH 7,0 и экспозиции 9 ч.
Давно известна в медицине в числе фармакологических средств (рис. 1) а-каиновая кислота (2-карбокси-3-карбоксиметил-4-изопропе- нилпирролидин), которая вместе со своим стерическим изомером (а- аллокаиновой кислотой) и каинолактоном содержится во многих видах морских водорослей из родов Gelidium, Grateloupia, Alsidium и характеризуется сильной глистогонной активностью. Противоглистным действием обладает также домоевая кислота, выделенная из Chondria armata. Противоглистная активность обнаружена в экстрактах более чем 40 видов морских водорослей. Особенно перспективными в этом плане считают [60] Corallina oficinalis и Fucus helminthochorton.
Таким образом, высокая функциональная и средоформирующая роль органических кислот водорослей, их антибактериальная и противоглистная активность дают основание отнести эту группу химических веществ к числу биологически активных соединений, которые играют существенную роль как в формировании качества природных вод, так и биологической продуктивности водоемов.
АМИНОКИСЛОТЫ В ПРИРОДНЫХ ВОДАХ
В числе биологически активных соединений водорослей, избирательно диффундируемых ими в среду, заслуживают внимание аминокислоты как важнейшие компоненты РОВ природных вод. При строительстве водохранилищ ив результатеевтрофирования водоемов в воде происходит накопление значительного количества органического азота и расширяется спектр представляющих его компонентов в первую очередь за счет аминокислот и их амидов. Например, в морских водах южного побережья Австралии растворенный органический азот составил 83— 97 % общего содержания азотных соединений [402]. В центральных и восточных районах Баренцева моря зимой зарегистрировано до 5,5 мг/л аминокислот, максимум их содержания в прибрежных водах отмечен весной и летом (до 15 мг/л) [165], причем аминокислотный состав РОВ в прибрежных водах разнообразнее, чем в открытых, и отражает состав белков прибрежного фитопланктона.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mai I. pahutaowe® rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mai I. pahutaowe® rambler.ruДостаточно высоки и показатели накопления органического азота в пресных водах: в верхнем Днепре до зарегулирования они составляли 0,3—0,9 мг N/л, в Киевском водохранилище — 0,6—0,9 и 0,7—3,2 мг N/л, в нижнем Днепре и Каховском водохранилище — соответственно 0,7—1,4 и 0,7—3,5 мг N/л [63], что свидетельствует об увеличении органического азота в воде водохранилищ. Значительную долю органического азота составляют аминокислоты и их амиды [117]. Например, в растворенном и взвешенном органическом веществе Запорожского водохранилища содержится 16—19 аминокислот, из которых восемь относятся к числу незаменимых. В связи с евтрофированием водохранилища количество свободных аминокислот в воде за 10 лет повысилось с 75 до 195 мкг/л [117].
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mai I. pahutaowe® rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mai I. pahutaowe® rambler.ru
Концентрация аминокислот в воде претерпевает суточные и сезонные изменения, а также находится в зависимости от уровня продукции фитопланктона, его видовых особенностей и функциональной активности [164]. Гетерогенно распределены аминокислоты по вертикали водоемов: в поверхностном микрослое (до 1 мм морской, и по-видимому пресной, воды) концентрация аминокислот соответственно в 102—104 раз выше, чем в нижележащих слоях воды [460]. С глубиной водной толщи меняется и их состав: например, в водах Тихого океана с глубиной в общем количестве аминокислот уменьшалась доля глутамина и возрастала доля серина, глицина и орнитина. Высокие концентрации аминокислот обнаружены в иловых и почвенных водах, что обусловлено трудностью перемешивания, большим накоплением, а также слабым потреблением микроорганизмами в результате низкого выхода энергии при разложении аминокислот в анаэробных условиях [801]. В целом считают [164], что содержание аминокислот в морских водах более 150 мкг/л служит показателем их высокой продуктивности. В пресных водах евтрофных водоемов концентрация аминокислот достигает еще более высоких показателей [117].
Источники попадания аминокислот в воду различны: со сточными водами, с поверхностным стоком из сельхозугодий, поступление из разлагающихся остатков растений и животных, иловых отложений и др. Однако наиболее существенную роль в обогащении РОВ водоемов играет биологический фактор — функционирование бактерий, водорослей и грибов, населяющих водную толщу и дно. Накапливаются аминокислоты в природных водах как в результате прижизненных выделений их водорослями, так и в результате биологического гидролиза белоксо- держащих соединений и синтезирующей деятельности бактерий. Например, все 64 культуры пресноводных бактерий, обнаруженные в воде и грунте залива Куршо-Марес, продуцируют в среду до 1231 мг/л свободных аминокислот, главным образом аланина, глутаминовой кислоты, валина, лейцина [12]. Установлена взаимосвязь между концентрацией свободных растворенных аминокислот в разных природных водах и их калорийностью [801], с одной стороны, и способностью микробиологических сообществ потреблять эти лабильные органические вещества — с другой. Поэтому в природных водах вещества с низкой калорийностью находятся в бдльших концентрациях, чем соединения с более высокой калорийностью. Повышение концентрации в воде
аминокислот с низкой калорийностью может быть следствием предпоч- тительного потребления микроорганизмами соединений с более высокой калорийностью, что энергетически важнее для клеток.
ВОДОРОСЛИ — ИСТОЧНИКАМИНОКИСЛОТ ПРИРОДНЫХ вод
Развиваясь и отмирая в водной среде, водоросли служат источником пополнения лабильных органических азотсодержащих соединений природных вод. Качественный состав и количество попадающих в воду аминокислот определяются как видовыми особенностями водорослей и их физиологическим состоянием, так и уровнем накопления биомассы.
Наиболее широко распространенными представителями альгофло- ры пресных вод являются зеленые, диатомовые и синезеленые водоросли. В составе клеток большинства из них обнаруживаются обычные L-аминокислоты (табл. 3). D-изомеры последних найдены в составе лишь альготоксинов синезеленых водорослей [313], а также у некоторых отдельных представителей альгофлоры. Например, у Chlorella pyrenoi- dosa обнаружены D-аланин и, возможно, D-аспарагиновая кислота [784]. Найден у этой водоросли и 5-оксипролин (5-пирролидон-2-карбо- новая кислота, или пироглютаминовая кислота) (рис. 2), который характерен для таких специфических растительных объектов, как галлы, каллусы, клубеньки на корнях бобовых, а также для структурных белков типа коллагена. Содержание оксипролина у хлореллы довольно высоко [730]. Сравнительно недавно [7051 оксипролин найден и в бактериально чистой культуре хризофитовой водоросли Ochromonas malhamensis.
Источником аминокислот в воде служат как свободные аминокислоты, так и белки водорослей. Белки Chlorella vulgaris, Anabaena cylind- rica, Navicula pelliculosa — представителей отделов наиболее распространенных в пресных водоемах водорослей — содержат примерно одинаковое количество глицина (6 %), фенилаланина (3 %), лейцина, изолейцина, метионина и пролина. Отличия наблюдаются лишь в содержании аргинина, гистидина, лизина , тирозина, серина, глутаминовой кислоты [410].
Представители синезеленых водорослей, в том числе и возбудители «цветения» воды в евтрофных водоемах, по процентному содержанию аминокислот не уступают протококковым. Однако у них лизин и аргинин составляют примерно 1/3 всего азота аминокислот, высоко также содержание аланина, глутаминовой кислоты, валина, лейцинов [192]. При этом следует отметить, что образование аминокислот зависит от стадии развития водорослей. Например, у Anabaena naviculoides на стадии гетероцист увеличивается содержание свободных аминокислот
соон н
Рис. 2. 5-Оксипролин
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaawe®rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaawe®rambler.ruи образуются такие, которых ранее не было, например у-аминомасляная кислота [640]. Это свидетельствует о значительной лабильности и изменчивости фонда аминокислот как в клетке, так и в среде [22, 2111.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaawe®rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaawe®rambler.ru
Более специфичен состав аминокислот у красных водорослей, которые вместе с бурыми водорослями относятся к числу основных обитателей литоральных зон морских и океанических водоемов. У красных водорослей наряду с обычными аминокислотами найдены гигарти- нин, метионинсульфоксид и цитруллиниларгинин. Гигартинин был преобладающей аминокислотой у представителей семейств Gracila- riaceae, Grateloupiaceae, Phyllophoraceae. При исследовании 31 водоросли таурин обнаружен у 20, D-глицерилтаурин — у 4, гомотаурин — у 4, D-цистеиновая кислота — у 3 [217]. У красной одноклеточной водоросли Cyanidium caldarium установлено наличие синтеза 6- аминолевулиновой кислоты, которая образуется из углеродных скелетов а-кетоглутаровой и глутаминовой кислот. У 18 видов морских микроводорослей (Rhodophyta, Florideophyceae) выявлен одинаковый состав белковых аминокислот, характеризующихся низким содержанием основных и довольно значительным количеством аспарагиновой и глутаминовой [489]. У бурых водорослей (Fucus vesiculosus, F. serra- tus, Halidrys siliquosa, Chorda filum) также найдены D-аланин и, возможно, D-аспарагиновая кислота [784].
До настоящего времени нет единого мнения о соотношении у водорослей свободных и связанных аминокислот. Одни авторы находят 1582], что общее содержание свободных аминокислот у природных популяций бурых, зеленых и синезеленых водорослей обычно ниже, чем у высших растений (например, у Cystoseira оно составляет 89 мкг/г, у Acetabularia — 3374 мкг/г сухого вещества), причем более 70 % их состава представлено аспарагиновой кислотой, треонином, серином, глутамином, глицином, аланином и др. Другие авторы [5691 считают, что у морских водорослей 26 аминокислот находятся в свободном виде, а в составе белков и пептидов в значительном количестве обнаруживается только 4—6 аминокислот.
В целом как морские, так и пресноводные водоросли характеризуются большим и достаточно разнообразным составом аминокислот, которые прижизненно ( в результате особенностей размножения у гормогониевых, в процессе превращения апланоспор в зрелые материнские клетки и др.), а также в результате автолиза и бактериального разложения попадают в воду. Например, у зеленых водорослей (Scenedes- mus quadricauda, Ankistrodesmus falcatus) все преобладающие в клетках свободные аминокислоты, за исключением глутаминовой, выделяются в среду в количестве 3—8 % их общего содержания. Поэтому в среде интенсивно развивающихся водорослей имеются практически все свободные аминокислоты клеток [143], хотя доминировать может одна из них (например, аланин у Ankistrodesmus falcatus, Scenedesmus quadricauda) [705].
У гормогониевых синезеленых водорослей в среду в виде внеклеточных азотсодержащих соединений (в частности, аспарагиновой, глутаминовой кислот, глицина, аланина, серина и др.) выделяется до 16—31 % общего фиксированного клетками азота. В средах Tribo-
nema vulgare и Microcystis sp. обнаружены восемь свободных аминокислот, в том числе три незаменимые — валин, метионин, лейцин [51].
У диатомовой водоросли Nitzschiaovalis в виде аминокислот в среду выделяется 15—25 % синтезируемого клеткой органического азота [170], причем процент аминокислот в фильтрате по отношению к биомассе уменьшается с возрастом культуры: для 7 сут это соотношение составляет 77 %; 39 сут — 53; 77 сут — 41 %. Состав доминирующих аминокислот специфичен: например, в выделениях Nitzschia palea преобладают глутаминовая кислота и серин, у Stephanodiscus hantzs- chii — аланин, серин, пролин, валин.
Из природных вод аминокислоты элюируются во фракции материала с молекулярной массой менее 700 Д , т. е. действительно являются свободными и могут усваиваться микроорганизмами [5091.
Важную роль играют производные аминокислот, образующиеся при их трансформации. Например, таурбетаин связан не только с аминокислотами, но и с аминами, витаминами (никотиновой кислотой). Производные бетаина образуются путем метилирования аминокислот [564]. У высших растений известны гликоко л бетаин, возникающий при метилировании гликокола и впервые выделенный из сахарной свеклы; ста- хидрин — образующийся из пролина. При метилировании никотиновой кислоты накапливается тригонеллин, найденный у различных растений. Из зеленых водорослей Caulerpa lentillifera, С. racemosa var. clavicera f. macrophysa выделен таурбетаин, который также относится к числу биологически активных соединений.
ФУНКЦИОНАЛЬНАЯ АКТИВНОСТЬ АМИНОКИСЛОТ
Как клеточные, так и внеклеточные аминокислоты водорослей подвержены значительным изменениям, обусловленным их метаболической активностью и реактивностью. Часть из них при декарбоксилировании превращается в амины, значительная доля включается в биологический круговорот, усваиваясь бактериями, грибами и водорослями. Установлено [776], что глутамин, гистидин, аспарагин, триптофан, пролин и фенилаланин усваиваются как источник азота Nostoc muscorum. Лейцин, изолейцин, лизин, метионин, валин и цитруллин служат источником азота и углерода в метаболизме водоросли. Аспартат, треонин и глицин не усваиваются клетками, а глутамат, аланин, тирозин и цистеин оказывают на водоросль токсическое влияние.
Характер влияния аминокислот и их амидов на метаболизм водорослей зависит не только от их химической природы, но и вызван биологическими особенностями организма и условиями его выращивания. Так, для Chlorella vulgaris на свету большинство L-изомеров аминокислот (за исключением цистина, тирозина, бетаина, саркозина, гипуровой кислоты, оксипролина, норвалина) являются хорошим источником азота [3761. В темноте рост водорослей поддерживают лейцин, в меньшей мере глутаминовая кислота, глицин, аланин, цистеин, аспарагиновая кислота, аспарагин, глутамин и аргинин. Остальные аминокислоты не поддерживали в темноте роста водоросли.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-maiI.pahutaowe®rambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-maiI.pahutaowe®rambler ruАланин, глицин, глутаминовая кислота, метионин и пролин при добавлении в среду не только стимулировали рост морской динофлагелляты Katodinium dorsabisulcum, но и увеличивали на 20—30 % выделение ею в среду полисахаридов [599]. Сумма аминокислот и в отдельности аспарагиновая кислота, валин, треонин, серин стимулировали рост Anabaena variabilis и повышали в 25—30 раз накопление биомассы, одновременно увеличивая в 5 раз интенсивность фотосинтеза (1531. Существенное положительное влияние оказывали аминокислоты на рост, развитие и продуктивность различных видов синезеленых водорослей, в том числе и основных возбудителей «цветения» воды — Microcystis aeruginosa и Aphanizomenon flos-aquae [125]. Стимулирующий эффект проявляется как на естественных популяциях водорослей, так и на альгологически и бактериально ^чистых культурах, причем эффект влияния тем выше, чем больше углерода содержит аминокислота.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-maiI.pahutaowe®rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-maiI.pahutaowe®rambler ru
В присутствии аспарагина таллом Prasiola stipitata Suhr, становился более широким и менее волнистым [567]. Гомосерин как производное аминомасляной кислоты, а-аминомасляная и у-аминомасляная кислоты оказывали морфогенетическое воздействие на процессы образования стебелька и шляпки у Acetabularia mediterranea [793].
Экзогенные аминокислоты оказывали влияние не только на рост и морфологические особенности различных водорослей, но и на образование ими пигментов. Например, L-изолейцин (0,23 мМ), а-амино- масляная кислота (0,29 мМ), L-треонин (0,25 мМ), L-гомосерин (0,5 мМ), L-метионин (0,5 мМ), так же, как и а-кетомасляная кислота (0,1 мМ), снимают торможение биосинтеза каротиноидов у Euglena gracilis, Och- romonas danica [255]. Внесение в среду аргинина (5 мг/л), цистеина (5 мг/л), 1-С14-аланина (1 и 6,4 мг/л), 5-С14-глутаминовой кислоты (1 и 8,93 мг/л) увеличивали в клетках Microcystis aeruginosa и Anacystis nidulans содержание каротина и ксантофиллов [1251. В то же время при добавлении в среду аминокислот у Phaeodactylum tricornutum сильно снижалось содержание пигментов [465]. Это свидетельствует о существенном воздействии экзогенных аминокислот на формирование пигментного аппарата водорослей.
Значительное влияние экзогенные аминокислоты оказывают и на образование токсинов. В частности, добавление D, L-серина и D, L- аланина в среду не только в 3 раза увеличивало плотность клеток, но и повышало выход токсина (примнезина) у Prymnesium parvum. Под воздействием этих аминокислот и глицерола токсичность водорослей не снижалась даже при пребывании клеток на свету [644]. По-видимому, аминокислоты выполняли в усилении токсичности водоросли ту же роль, что и витамин В12, тиамин, образуемые бактериями, для Gonyau- lax tamarensis [666].
Важную роль, по-видимому, играют аминокислоты и в токсичности Gymnodinium breve. В период развития этой водоросли в морской воде содержание аспарагиновой и глутаминовой кислот, лейцина, изолейцина оказалось значительно выше, чем в культуральных средах трех штаммов Chlorella sp. и Skeletonema sp. [375]. У клеток G. breve установлена утилизация С14-£-валина, L-метионина, глицина и вклю-
чение их в белки [2931. В случае поглощения глицина белки, его содержащие, выбрасывались из клеток в среду. При прекращении экспоненциального роста выделялись в среду не только белки, содержащие меченый глицин, но и белки с мечеными метионином и валином. Последние белки имели молекулярную массу выше 300 000 и расщеплялись проназой. Считают 1293], что поглощение глицина и L-метионина клетками G. breve происходит, по-видимому, в результате облегченной диффузии, а L-валина за счет активного транспорта [293].
Значительный интерес представляет механизм поступления аминокислот в клетки водорослей, поскольку эти соединения играют важную роль в органотрофии [125]. Одни авторы считают 13251, что в связи с содержанием азота в восстановленной форме (амино- и иминогруппы) усвоение аминокислот происходит по типу аммонийных соединений. Последние, как известно, особенно у синезеленых водорослей [7551, предпочтительно потребляются клетками благодаря ингибированию ассимиляции нитратов и нитритов на всех уровнях транспорта, активации и синтеза нитрит- и нитратредуктаз. Аммонийный азот увеличивает проницаемость мембран и стимулирует выделение фиксированного при фотосинтезе меченого углерода. Например, у ди- нофитовой водоросли-симбионта Amphidinium carterae этот процесс усиливается с 4 до 60 % [3251, что важно для хозяев-беспозвоночных, в теле которых водоросли развиваются. Другие авторы [4661 приходят к заключению, что механизм поглощения аминокислот более сложен. Так, у морской центрической диатомовой водоросли Cyclotella cryptica, поглощающей из среды аминокислоты, обнаруживается несколько систем их транспорта: одна — для орнитина и аргинина, вторая —для глутаминовой и аспарагиновой кислот, несколько других — для нейтральных аминокислот. Это дает основание для вывода, что поглощение аминокислот из воды осуществляется избирательно и связано не только с пищевыми потребностями клетки, хотя дефицит азота в среде и стимулирует этот процесс.
Обобщение приведенных выше материалов позволяет заключить, что аминокислоты в значительном количестве и большом качественном разнообразии представлены в составе растворенных органических веществ природных вод. В накоплении их, наряду с другими факторами, существенную роль играют водоросли, в процессе жизнедеятельности которых и постлетально происходит пополнение фонда аминокислотного состава РОВ. Экзогенные аминокислоты поглощаются из среды и ассимилируются клетками водорослей, выполняя важную трофическую функцию в качестве источника азота и углерода в связи с присущим им миксотрофизмом. Однако многообразие проявления влияния экзогенных аминокислот на различные стороны жизнедеятельности водорослей (рост, размножение, накопление биомассы, интенсивность фотосинтеза, синтез белка, образование и содержание пигментов, токсичность и др.) и их морфогенез указывает, что функции экзогенных аминокислот не исчерпываются лишь трофическим фактором, как это
Центральна jНаумова б1бл?птэка АН УгЦентральна jНаумова б1бл?птэка АН Угпринято в настоящее время [125]. Влияние экзогенных аминокислот значительно шире. В пользу сказанного свидетельствуют следующие факты:
Центральна j
Наумова б1бл?птэка АН Уг
Центральна j
Наумова б1бл?птэка АН Уг
3-2921
Акт № 197,„ /,
^ М/?1Т”ТГ
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaawe®rambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaawe®rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaawe®rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaawe®rambler ru
общеизвестная связь незаменимой аминокислоты триптофана с фитогормонами растений и микроорганизмов;
рострегулирующая функция олигопептидов — аминокислот, соединенных в полипептиды разной молекулярной массы [533]. Доказано, что экзогенный олигопептид лейцин-триптофан в концентрации 10“5М оказывается активным индуктором заложения почек у Funaria hyd- rometrica. Однако пока нет сведений о том, могут ли проявлять аналогичные функции эндогенные олигопептиды, а прямое стимулирующее влияние внеклеточных аминокислот водорослей, в частности цистина, тирозина, фенилаланина, продуцируемых Cylindrospermum musci- cola, доказано лишь на примере роста корней проростков риса. При инокуляции почвы водорослями на 89,5 % повышался рост корней 30-дневных растений риса [781];
высокая биологическая активность этионина и других аналогов аминокислот, которые могут быть использованы для селективного угнетения водорослей. Установлено [253], что DL-этионин, DL-n- фторфенилаланин и 4-азалейцин угнетали размножение Synechococcus cedrorum и Anabaena cylindrica, причем по отношению к синезеленым водорослям эти вещества были в 100 раз активнее, чем к эукариотным водорослям Ochromonas danica и Euglena gracilis. Отмечено, что реснитчатая инфузория Tetrahymena pyriformis оказалась в 100 раз резистентнее к этионину, чем клетки водоросли. Чувствительность сине- зеленых водорослей к этионину и другим аналогам аминокислот может использоваться для удаления их из смешанных культур, а также для получения безбактериальных клонов. Одновременно это указывает на высокую биологическую активность аминокислот и продуктов их трансформации в водных средах.
Наконец, в пользу более широкой, чем трофическая функция аминокислот у водорослей, могут свидетельствовать новые данные о снабжении углеродом фотосинтезирующих растений [611]. Установлено, что некоторые водные растения усваивают углерод по типу суккулентов пустынь (CAM-тип), причем они фиксируют растворенную в воде углекислоту и ионы бикарбоната ночью, когда концентрация в воде этих соединений выше, чем днем, благодаря деятельности хемолито- трофных микроорганизмов. Открытие нового типа растений без устьиц, поглощающих СО2 корнями в 50 раз интенсивнее, чем листьями (это относящийся к CAM-типу Stylites andiloca из семейства папоротникообразных, произрастающих в Андах на разложившемся торфянике), указывает на возможность наличия подобных феноменов у многих представителей альгофлоры. На наш взгляд, эта способность поглощения углерода и активный транспорт последнего через мембраны клеток без устьиц может быть одной из причин несоответствия роста биомассы водорослей и их фотосинтетической активности. Однако у большинства водорослей темновое дыхание не может обеспечить потребности клеток в энергии и восстановителях, поэтому в отсутствие света интенсивность биосинтетических процессов снижается [690]. Исключение составляют динофлагелляты: у них темновое дыхание играет большую роль в осморегуляции и в ночное время при опускании водорослей в зону, богатую биогенными элементами, а также растворенными органическими ве-
ществами. В связи с этим аминокислоты и органические кислоты способствуют формированию «красных приливов», вызываемых Gymno- dinium [629].
Физиологическое значение выделяемых водорослями в среду аминокислот не ограничивается только их влиянием на альгофлору. Доказано, что выделяемые Chlamydomonas provasoli (симбионт форамини- феры Cyclorbiculina) глицин и лейцин служат источником питания для фораминиферы — хозяина. Аналогичное использование водорослевых аминокислот обнаруживается у некоторых кораллов и плоских червей, имеющих симбионтов [699].
Распространенная в метаболитах морских водорослей «-аминокислота ламинин (Cj3HmN2O10 - 1/2Н2О), структурно родственная холину, обладает значительной гипотензивной активностью. Ламинин ослабляет тонус гладкой мускулатуры и периферическое сопротивление, снимает спазм артериальных сосудов и уменьшает амплитуду сердечных сокращений без влияния на их ритм [60]. Содержание ламинина в морских водорослях достигает 340 мкг/кг сухой массы, например, у Laminaria angustata.
Таким образом, широкое распространение в природных водах органических кислот и аминокислот, их высокая физиологическая активность в метаболических процессах, полифункциональная роль в жизни водорослей и других гидробионтов дают основание относить (эти химические компоненты РОВ природных вод к числу важных биологически активных соединений водных экосистем и существенных факторов формирования гидробиоценозов.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahuiaqwe®ramb1er njScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahuiaqwe®ramb1er nj
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahuiaqwe®ramb1er nj
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahuiaqwe®ramb1er nj
ГЛАВА 3
АМИНЫ
ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА
Амины — большая и разнообразная группа азотсодержащих соединений, участвующих в стабилизации гомеостатического равновесия в клетках. Как алифатические амины (например, путресцин, кадаверин), так и полиамины (спермин, спермидин и др.) имеют типичное строение (рис. 3) и относятся к природным продуктам промежуточного метаболизма. В 60-е годы растительные амины привлекли внимание многих специалистов, что объясняется рядом причин:
амины являются естественными продуктами прижизненной и постлетальной трансформации аминокислот, т. е. обязательного составного элемента любой живой клетки. Так, вследствие ферментативного декарбоксилирования из гистидина образуется гистамин, из орнитина — 1,4-тетраметилендиамин (путресцин), из лизина — 1,5-пентаметилендиамин (кадаверин), из тирозина — тирамин, из лейцина — изоамила- мин, из валина — изобутиламин, из триптофана — триптамин, индол, индолацетальдегид, ИУК и скатол;
амины характеризуются высокой биологической активностью и принимают активное участие в регуляции многих процессов жизнедеятельности — от нуклеиново-белкового обмена до проницаемости мембранных структур, при этом концентрации аминов легко изменяются в различных условиях и при действии экстремальных факторов [247];
амины в большом количестве высвобождаются из клеток и попадают в воду при анаэробном распаде водорослей и другого органического вещества. Например, [535, 7051 при анаэробном распаде Scene- desmus acutus, продолжавшемся несколько часов, обнаружено в воде 18—20 аминов.
Несмотря на высокую биологическую активность аминов, достаточно давно описанную в литературе (например, известные трупные яды — путресцин, кадаверин), эти соединения долгое время относили лишь к продуктам разрушения белков и аминокислот, не придавая им существенного функционального значения в клетках растений. Более успешно развивалось изучение аминов животных клеток, поскольку многие из них (например, адреналин, серотонин, гистамин, норадреналин, допамин и др.) характеризуясь полифункциональностью, выполняют
№+nh21№+nh21+ №э<}н2СН2I2+Ан2 сн2 ^Н2 сн2 сн2 + ктр2+ №э<}н2СН2I2+Ан2 сн2 ^Н2 сн2 сн2 + ктр2^Н3 QH2 СН2 Сн2+NH2 сн2 сн2 сн2 сн2 +nh2 <}н2 сн2 (}н2+ NH33^Н3 QH2 СН2 Сн2+NH2 сн2 сн2 сн2 сн2 +nh2 <}н2 сн2 (}н2+ NH33
№+nh2
1
№+nh2
1
+ №э
<}н2
СН2
I2
+Ан2 сн2 ^Н2 сн2 сн2 + ктр
2
+ №э
<}н2
СН2
I2
+Ан2 сн2 ^Н2 сн2 сн2 + ктр
2
^Н3 QH2 СН2 Сн2
+NH2 сн2 сн2 сн2 сн2 +nh2 <}н2 сн2 (}н2
+ NH33
^Н3 QH2 СН2 Сн2
+NH2 сн2 сн2 сн2 сн2 +nh2 <}н2 сн2 (}н2
+ NH33
Рис. 3. Некоторые наиболее распространенные амины водорослей:/ — метиламин, 2 — спермидин, 3 — спермин
важнейшую регуляторную функцию у теплокровных организмов и человека. В частности, гистамин является синаптическим нейромедиатором, стимулирует образование ЦАМФ в гипоталамусе, участвует в пролиферации клеток, регулирует проницаемость стенки капилляров и выполняет определенные функции и в других процессах [486]. Путресцин стабилизирует митохондриальные мембраны, ингибирует стимулированную витамином А фосфолипазу [334] и др.
НЕВОДОРОСЛЕВЫЕ ИСТОЧНИКИ АМИНОВВ ПРИРОДНЫХ ВОДАХ
В настоящее время нет сомнения в том, что амины широко распространены в природе и встречаются практически у всех организмов. Найдены амины в живых клетках бактерий различных физиологических групп. Например, у Bacillus megaterium на всех фазах их роста среди полиаминов преобладает спермидин (более 95 %), хотя его способен полностью замещать спермин [724]. В расчете на содержание РНК, в покоящихся спорах бактерий, как и в их живых клетках на стадиях экспоненциального или стационарного роста, содержится 40—50 % спермидина.
Разнообразные полиамины (путресцин, спермидин, сим-гомоспер- мидин и др.) найдены у представителей всех 4 групп метанобразующих бактерий, причем изменения в субстратах роста приводят только к количественным, но не качественным изменениям в их составе. Это дает основание говорить о таксономическом значении полиаминов у метанобразующих бактерий [707]. Используются амины и для иденти-
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahuiaawe^rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahuiaawe^rambler.ruфикации других бактерий: например, спермидин и путресцин — для штаммов Agrobacterium tumefaciens [441, поскольку они специфичны для отдельных систематических групп организмов.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahuiaawe^rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahuiaawe^rambler.ru
Не менее разнообразно представлены полиамины у грибов. Так, из 105 исследованных видов (18 семейств) высших грибов в плодовых телах 44 видов обнаружены [7431 метиламин — у 22 видов, диметиламин — у 10, триметиламин — у 8, изоамиламин — у 19, р-фенил- этиламин — у 4 видов. Наиболее широко, но не в большом количестве распространен метиламин. В отличие от метанобразующих бактерий состав и количество аминов у грибов меняется в широких пределах в зависимости от возраста, места произрастания, времени года. Однако при автолизе клеток у большинства грибов не образуется новых аминов, но в ряде случаев число их может увеличиваться. Особый интерес представляет тот факт, что амины в достаточно большом количестве и разнообразии идентифицированы в спорах многих грибов, чье попадание в воду весьма реально. Например, в спорах головневого гриба Tilletia tritici найден триметиламин, в склероциях и спорынье обнаружены метил-, этил-, н-пропил, изопропил-, изобутил, изоамил-, н-гексил- и [}-фенилэтиламины [7431, которые обладают высокой биологической активностью по отношению к теплокровным животным и гидробионтам.
Найдены амины и у лишайников. Например, у Sticta sylvatica и S. fuliginos обнаружены метил- и триметиламины, а в отдельных случаях — диметиламин.
Таким образом, амины достаточно широко распространены в клетках различных нефотосинтезирующих организмов, выполняя важную роль во внутриклеточных метаболических процессах и межорганизменном обмене. Как и водоросли, эти организмы могут быть источником попадания различных аминов в водную среду.
Представлены амины также в клетках наземных и водных цветковых растений. Наиболее часто у растений встречаются алифатические полиамины — путресцин, спермидин, хотя образуются и многие другие. Из всех идентифицированных у высших растений аминов наиболее изучен и занимает центральное место в метаболизме азота путресцин. Он является не только обязательным предшественником, нои ключевым соединением в биосинтезе спермидина, спермина у всех исследованных организмов. Содержание биогенных аминов в тканях растений колеблется в очень широких пределах: от 30 до 700 нМ/г сырой массы в норме, до 3000 нМ/г и выше — в стрессовых условиях [2471.
Интенсивное образование диаминов характерно для растений активно синтезирующих алкалоиды (беладонна, дурман, табак и др.). В этом случае диамины оказываются промежуточными продуктами на пути синтеза алкалоидов пирролидинового и пиперидинового рядов.
Зарастание евтрофных водоемов высшими водными растениями и накопление в литоральных зонах значительных объемов биомассы погруженных, полупогруженных и плавающих растений также может способствовать поступлению в воду различных аминов и их образованию в результате бактериальной деструкции из азотсодержащих соединений.
Наличие аминов у различных гидробионтов, их образование из аминокислот в процессе жизнедеятельности микроорганизмов значительно затрудняют изучение этой группы химических соединений водорослей. Однако важная экологическая роль аминов и их влияние на формирование качества природных вод как потенциальных источников накопления сильнодействующих канцерогенных нитрозосоединений настоятельно требуют всестороннего изучения этой группы биологически активных метаболитов водорослей.
АМИНЫ ВОДОРОСЛЕЙ
Весьма разнообразно по составу и количественным характеристикам представлены амины водорослей. Согласно имеющимся сведениям [197, 462, 537, 538, 7351, разнообразные амины найдены в клетках, питательных средах культур и природных популяций зеленых, синезеленых, красных, бурых, диатомовых, эвгленовых и некоторых других водорослей.
Как видно из данных табл. 4, в биомассе природных популяций зеленых, синезеленых и диатомовых водорослей обнаружено около 20 аминов. Однако доказательством их принадлежности именно водорослям, особенно с учетом наличия аминов у других растений и микроорганизмов, может быть нахождение указанных соединений в альголо- гически и особенно аксенических культурах представителей альгофло- ры. С этой точки зрения в максимальной степени исследованы зеленые водоросли, что обусловлено не столько пониманием роли аминов в их жизнедеятельности, сколько, по-видимому, развитием техники массового и бактериально чистого культивирования отдельных предста вителей зеленых протококковых водорослей.
Имеющиеся данные свидетельствуют о том, что состав аминов достаточно разнообразен, а количество их как в клетках водорослей, так и в среде довольно высоко. Например, в клетках Scenedesmus acutus одновременно обнаружено 10—20 аминов из которых в максимальном количестве представлены этаноламин (13,7 мкМ/г сухого вещества), путресцин (7,6 мкМ/г), норспермидин (3,6 мкМ/г) [7051. У S. obliquus найдено до 26 мкМ путресцина на 1 г сухого вещества [1031. Достаточно высока концентрация аминов и у зеленых нитчатых водорослей (Ulva, Cladophora, Enteromorpha) — от 11 до 40 мг на 100 г сухого вещества I103L
В значительно меньшей степени изучены представители синезеленых, диатомовых, красных, золотистых и других отделов водорослей. Тем не менее анализ данных табл. 4 дает основание для вывода, что амины широко распространены в клетках и этих талломных растений, как и у других растительных и животных организмов, и концентрация их также достаточно высока. Например, у представителей Rhodophyta (Ceramium, Rhodomella, Chondrus) концентрация метиламина составляет 14—80 мг на 100 г сухого вещества, в то время как у бурых она не превышала 10 мг [103]. Особый интерес представляют факты выделения аминов в среду. В частности, концентрация метиламина в среде диатомовой водоросли Nitzschia actinastroides составляла 50 мкг/л.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail,pahutaqwe^rambler ru
Водоросли
Амины
Литературный источник
Зеленые
Chiorella fusca
Ch. ellipsoidea
Ch. emersonii
Путресцин, кадаверин, спермин, спермидин, диметиламин, этаноламин, пропиламин
Этаноламин, 1,3-диаминопропан, путресцин, кадаверин
Путресцин
[93]
[ЮЗ]
Ankistrodesmus braunii
Пропиламин
[ЮЗ]
A. gracilis
Путресцин
[ЮЗ]
A. bibraianus
Спермидин
[693]
A. fusiformis
»
[693]
A. spiralis Chlorococcum sp.
Гомоспермидин
Путресцин, кадаверин, спермидин, 1,3-диаминопропан
[693]
Oocystis sp.
Путресцин, кадаверин, спермидин
[537]
Coelastrum astroideum (= C. sphaericum)
Путресцин, спермидин
1
[538]
C. microporum
Путресцин, спермидин, гомоспермидин 1
[693]
C. sphaericum
Спермидин
1
[693]
C. proboscldeum
Этаноламин
1
[693]
Pediastrum boryanum
Путресцин, спермидин, гомосперми-
P. tetras
дин
1
[693]
Кадаверин, спермидин
Путресцин, спермидин, кадаверин
Кадаверин, спермидин, гомосперми-
1
[535]
Kirchneriella subcapitata
Micractinium pusilium
[535]
Polyedriopsis spinulosa Tetrastrum trianguiare
дин Кадаверин »
1
[535)
T. heteracanthum
Спермидин, норспермидин
693)
T. staurogeniaforme
Спермин
537)
Lagerheimia ci Hata
»
735]
Granulocystopsis coronata
693]
Monorap hi di um dybowskii
»
6931
Monoraphidium setiforme
1,3-диаминопропан
693]
Crucigenia quadrata
Спермин, гомоспермидин
1971
C. tetrapedia
Спермин
705]
Scenedesmus acutus
S. obliquus
Метиламин, диметиламин, этиламин, этаноламин, пропиламин, изобути- ламин, триптамин, р-фенилэтил- амин, 1,3-диаминопропан, путресцин, кадаверин, гистамин, пиперазин, тирамин, норспермидин, спермидин, гомоспермидин, спермин, М-(3-аминопропил)-1,3-диаминопропан, у-бутиролактам, N-(4- аминобутил)-1,4 диаминобутан, аденин, бутаноламин
Путресцин
705]
S. fusca
Норспермидин
[535]
S. communis
Норспермидин
[7351
S. protuberans
»
[735]
S. maximus
»
[735]
Nospongiococcum saccatum
1,3-диаминопропан
[735]
Таблица 4. Наличие аминов у различных видов водорослей
Водоросли
Амины
Литературный источник
Dictyosphaerium pulchellum
Cladophora sp.
Ulva sp.
Enteromorpha sp.
Monostroma fuscum Chlamydomonas sp.
Ch. mowusii
Closterium cornu
Cosmarium subprotumidum Cosmarium sp.
Синезеленые
Spirulina maxima
Chlorogloea fritschii Microcystis aeruginosa Anacystis nidulans
Диатомовые
Nitzschia sp.
Stephanodiscus hantzschii
Красные
Polysiphonia urceolata
Ceramium spl, C. rubrum
Rhodomella subfuscum, Chondrus sp.
Dumontia incrassata
Polyides rotundus
Nemalion pulviratum
Chondrus japonicus
Бурые
Fucus vesiculosus
F. seratus
Desmarestia aculeata
D. viridis
Laminaria saccharina
Эвгленовые
Euglena gracilis
Euglena sp.
Золотистые
Ochromonas danica
Природный фитопланктон
Гомоспермидин[735]
Метиламин[ЮЗ]
»[103]
»[103]
Допамин[ЮЗ]
Бутаноламин, кадаверин, гомоспермидин[705]
Путресцин[535]
»[735]
»[693]
»[693]
Этаноламин, путресцин[197]
Триптамин[535,264]
Диэтиламин[ЮЗ,197]
Путресцин[ЮЗ,197]
Метиламин[197,535}
Метиламин, диметиламин, триметиламин[535]
3-метилбутиламин, тирамин, пропиламин, изоамиламин[462]
Метиламин
Триметиламин, метиламин, тирамин, путресцин, кадаверин
Пропиламин, 2-метилмеркаптопро- пиламин[ЮЗ]
2-метилмеркаптопропиламин[103]
Путресцин, кадаверин[538]
То же[538]
Метиламин[537]
»[693]
2-метилмеркаптопропиламин[693]
Тирамин[693]
Путресцин, этаноламин, 1,3-диаминопропан[705]
Гистамин[535]
Этаноламин, пропиламин[705]
Метиламин, диметиламин, этиламин, [197] этаноламин, диэтиламин, путресцин, пропиламин, кадаверин, спермидин, гомоспермидин, норспермидин, 1,3-диаминопропан, триптамин, р-фенилэтиламин, гистамин, тирамин, пиперазин, триметиламин
Продолжение табл. 4
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail, pa hut aqwediirambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail, pa hut aqwediirambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail, pa hut aqwediirambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail, pa hut aqwediirambler.ru
В среде Scenedesmus acutus обнаружено около 33 нМ этаноламина на 1 г сухого вещества. В большом количестве в среде найдены пропила- мины. Например, концентрация 1-аминопропана в среде в начале стационарной фазы роста составляла у Ankistrodesmus braunii — 300 мкг/л, у Microcystis aeruginosa — 240, у Nitzschia actinastroides — 66 мкг/л.
Поскольку водоросли являются основными обитателями водоемов и интенсифицируют свой рост вследствие евтрофирования последних, возникает реальная проблема поступления этих биологически активных соединений в воду, а также поступления в клетки гидробионтов и человека. Это обусловлено не только внутриклеточным образованием аминов и их прижизненным выделением в среду, но и накоплением при разложении органического вещества отмерших клеток. Например, в местах распада водорослевой массы в воде обнаруживаются нитрозодиметиламин (1—5 мкг/л) и следы нитрозодиэтиламина. Процесс их образования происходит интенсивно при pH 4—5, хлорировании воды и под действием УФ-облучения. В местах ветровых скоплений водорослей в процессе их разложения уже на 4-й день накапливается около 0,5 мг/л индола и 1,0 мг/л скатола, причем их концентрация может увеличиваться до 2,8 и 1,9 мг/л соответственно.
В связи с образованием аминов водорослями, в среде, где они развиваются (т. е. в водоемах и в водопроводной воде), во время «цветения» обнаруживаются самые разнообразные амины [705L Важно отметить, что способность выделять амины в среду доказана на примере бактериально чистых культур водорослей, при этом экскретируемые в среду амины незначительно отличаются от встречаемых в клетках [705]. Считают, что существуют два пути образования аминов в культуральных средах водорослей: прямое выделение из клеток и через аминокислоты. Последние, как известно, в большом количестве выделяются водорослями в среду, а затем декарбоксилируются бактериями [705].
Наряду с биогенными аминами, в воду могут попадать абиогенные соединения этого типа со сточными водами, удобрениями, обогащенными органическими веществами, из которых амины могут образовываться. Например, источником аминов может быть диметилформамид, сбрасываемый со сточными водами кожеобрабатывающей промышленности. Доказано [339], что, например, Scenedesmus quadricauda за счет образования адаптивных ферментов разлагает диметилформамид через диметиламин до аммония.
Накопление в водоемах аминов яляется причиной возникновения существенных экологических последствий, связанных с загрязнением и ухудшением качества воды: появление запаха и привкусов, возникновение токсичности и биологической неполноценности. Для запаха важны летучие амины — метиламин, диметиламин, триметиламин, этиламин, этаноламин, бутил амин и др. Пороговые концентрации триметиламина в воздухе, определяющие рыбный запах, составляют 10 мг/л. Пороговые концентрации других аминов лежат в пределах Ю~8—10 10 мг/л воздуха.
Не только ароматичность аминов, но и их высокая физиологическая активность по отношению к различным гидробионтам и теплокровным 42
животным выделяет эту группу химических соединений РОВ воды в категорию показателей, очень важных для экологического мониторинга. Имеющиеся фактические материалы свидетельствуют о том, что в условиях евтрофного водоема в воде отмечается накопление значительного количества аминов, расширяется их качественный состав. Поскольку многие амины характеризуются полифункциональностью своего воздействия на тонкие механизмы метаболических процессов в живых организмах, заслуживает внимания информация об их влиянии на рост и развитие не только гидробионтов, но и наземных растительных организмов. Сказанное определяется очень слабой изученностью закономерностей трансформации аминов в водных средах и их физиологической активности по отношению к различным биологическим системам.
ОБРАЗОВАНИЕ И ФУНКЦИОНАЛЬНОЕЗНАЧЕНИЕ АМИНОВ
В клетках растений амины содержатся в растворимой (свободные и конъюгированные) и нерастворимой (связанные с клеточными структурами) формах. Обычно в различных органах накапливается та или иная форма аминов. Накопление аминов в клетках может происходить как вследствие их поглощения из среды, так и внутриклеточного образования. Например, для путресцина, спермидина доказано наличие систем активного транспорта через мембраны [738], обеспечивающего их поступление в клетку. При этом первый поглощается клетками Aspergillus nidulans в 2—3 раза быстрее, чем второй.
Установлено [724], что многие амины и даже их циклические производные обладают способностью трансмембранного перехода, могут накапливаться и трансформироваться в бактериальных и растительных клетках. Однако накапливаются амины в клетках и другими путями. Так, канцерогенные ароматические амины (например, бензидин, а-нафтиламин) могут утилизироваться из воды клетками харовых водорослей и высших растений, в частности элодеи канадской [2281. При этом они либо подвергаются окислительному превращению при участии о-дифенолоксидазы и пероксидазы, либо частично накапливаются в протоплазме и в небольшом количестве в вакуолярном соке (например, у нителлы). У других водорослей (например, красной Polysipho- nia urceolata) образующиеся амины в клетках не накапливаются, а связываются кислыми полисахаридами клеточных стенок путем ионного обмена [462]. В этом случае амины являются конечным продуктом метаболизма и их образование происходит путем декарбоксилирования аминокислот, усваиваемых из окружающей среды в качестве субстрата для декарбоксилирования.
Поглощение аминов, например диэтаноламина, клетками бактерий обусловлено наличием индуцибельной транспортной системы [7961. Накапливающиеся в клетках водорослей или бактерий диметиламины, триметиламин могут разлагаться с использованием их как источников азота, возможно, углерода [3391, либо трансформироваться в другие амины, или образовывать комплексы с ферментами, нуклеиновыми
кислотами и другими важнейшими биополимерами клетки. Амины, образующиеся при декарбоксилировании аминокислот, могут снова вовлекаться в обмен веществ, примером которого является синтез полиаминов. Например, спермидин образуется из путресцина. Связывание спермидина с молекулой S-аденозилметионина дает спермин. У Eugle- na gracilis посредником в биосинтезе норспермидина и норспермина является 1,3-диаминопропан — продукт катаболического окисления спермидина или спермина.
Многие звенья функционирования аминов еще не расшифрованы, но пути образования отдельных соединений уже достаточно ясны. Например, образование аминов в растительной клетке связано с деятельностью ферментов и всем комплексом метаболических процессов. В растениях существует несколько путей биосинтеза аминов. Например, путресцин может образовываться из аргинина (основной путь), а также из орнитина и цитруллина. Напротив, предшественниками образования полиаминов (путресцина, 2-оксипутресцина, спермидина) у бактерий Pseudomonas acidovorans являются орнитин и глутамат, но не аргинин [5301. Одним из путей биосинтеза полиаминов является их образование из метионина через S-аденозилметионин, который, в свою очередь, является предшественником этилена через 1-аминоциклопро- пан-1-карбоновую кислоту [418]. Найдено, что полиамин и этилен могут ингибировать образование друг друга. Так намечается тесная связь между аминами и фитогормонами, т. е. важнейшими регуляторами роста растительных клеток.
2 В образовании аминов важную роль играют ферменты аргининде- |карбоксилаза, агматиниминогидролаза, N-карбамоилпутресцин-ами-
g догидролаза и др. [247]. Трансформация аминов в клетке связана и с |деятельностью полиаминоксидазы, которая специфически окисляет
i, Kiev-2007, e-mail pahutaqwe(?z)rambler.rui, Kiev-2007, e-mail pahutaqwe(?z)rambler.ru| спермин, менее активна по отношению к спермидину и практически не- g активна к путресцину и кадаверину [524]. Не менее важным путем £ образования аминов в растительной клетке является их взаимное прев- ^ ращение: триэтаноламина — в диэтаноламин и глюкоальдегид; диэтаноламина — в этаноламин и глюкоальдегид; этаноламина — в ацетальдегид. В превращении аминов принимают участие дегидрооксиэтилаза
i, Kiev-2007, e-mail pahutaqwe(?z)rambler.ru
i, Kiev-2007, e-mail pahutaqwe(?z)rambler.ru
Образование аминов в растительных клетках зависит от содержания фосфора и азота в среде. За счет избытка последнего в растительных клетках накапливаются аминокислоты орнитинового цикла (орнитин, цитруллин, аргинин), что способствует образованию путресцина.
Не менее важное влияние на образование аминов оказывает pH среды. При pH 3,5—5,0, по сравнению с pH 6,0, в клетках растений быстро и значительно (в 8—9 раз) увеличивается содержание путресцина [807]. Это дает основание полагать, что при ацидификации водоемов важнейшую регуляторную роль в процессах роста и размножения водорослей могут приобретать именно эти соединения. Хотя полиамины не могут быть классифицированы как фитогормоны [418], так как нет доказательства их передвижения по растению, возможная регуляторная роль их в клетках обусловлена широким спектром действия.
большим содержанием в меристематических и растущих тканях, регу ляцией синтеза теми же физическими и химическими факторами, кото рые действуют на рост и развитие организмов.
Ди- и полиамины выполняют важную регуляторную роль в метаболизме растений [247], стимулируя подобно гормонам многие макромолекулярные синтезы. С этим связывают положительную корреляцию между содержанием ди- и полиаминов в тканях и интенсивностью ростовых процессов. Благодаря образованию стереоспецифического комплекса, амины стабилизируют нативную структуру ДНК, рибосом, влияют на проницаемость клеточных мембран [418].
Об участии полиаминов (агматин, путресцин, спермидин, спермин и др.) в процессах роста и развития растительных клеток свидетельствуют изменения их содержания и метаболизма в зонах роста, при эмбриогенезе в культуре тканей, индуцированном фитохромом фотоморфогенезе, при действии стресса, фитогормонов, в процессах опыления, прорастания покоящихся почек, удлинении междоузлий [442]. Участие аминов в регуляции процессов старения клеток связывают с диаминоксидазой, полиаминоксидазой, активность которых уменьшается с возрастом клеток и при их старении [524]. Найдено, что спермин способствует, а кинетин препятствует падению уровня активности ферментов [739]. Это указывает на то, что амины связаны также с регуляцией развития растительных клеток. Амины, как и фитогормоны типа кинетина, гиббереллина и другие, связаны с интенсификацией патологического роста и образованием опухолей у растений [247, 574], а содержание полиаминов в этих тканях возрастает с увеличением скорости их роста. Высокие концентрации диаминов вызывают токсический эффект, индуцируя хромосомные нарушения у растений.
С функционированием путресцина связывают сопротивляемость растений нарушению ионного баланса в клетке [4181; с путресцином, спермидином, спермином — реакции фосфорилирования 4 видов негистоновых белков [247]; с допамином — активирование псевдоциклического фотофосфорилирования [292], т. е. важнейшие биоэнергетические функции клеток, обусловливающие развитие мышечной дистрофии у животных. Амины разобщают окислительное' фосфорилирование субмитохондриальных частиц растительных клеток [757]. Накопление диаминов в растениях наблюдается не только при исключении из среды катионов, но и в условиях их избытка, при засолении. Концентрация NaO (> 50 мМ), избыток КО могут служить причиной накопления диаминов, что связано с нарушением азотного обмена. Дефицит К+ является наиболее мощным фактором, способствующим повышению эндогенной концентрации ди- и полиаминов, особенно путресцина, в растительных клет ках. Концентрация последнего в отсутствие калия возрастает почти в 100 раз по сравнению с нормой. Это может служить ранним показателем степени обеспеченности клеток калием в большей мере, чем само содержание данного элемента.
Особый интерес представляет влияние полиаминов (например, спермидина) на восстановление мембран после повреждающего воздействия и повышение надежности биологических систем в стрессовых ситуациях [740]. Последнее происходит за счет стабилизации мембран
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaqwe^rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaqwe^rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaqwe^rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaqwe^rambler.ru
и протопластов тилакоидов, усиления удерживания хлорофилла и снижения выхода из клеток низкомолекулярных растворимых веществ, возможно, за счет прямого воздействия с мембранными фосфолипидами. В отличие от влияния алифатических аминов, соединения, подобные гуанидинам, нарушают целостность мембран и усиливают выделение метаболитов. Аналогичный эффект повышения проницаемости тилакоидных мембран хлоропластов отмечен для низких концентраций (менее 1 мМ) метиламина [3381.
В настоящее время выяснены и многие причины высокой биологической активности аминов в клетках. Анализируя имеющуюся по данному вопросу литературу, можно выделить, по крайней мере, следующие основные моменты: 1) связь аминов с обменом нуклеиновых кислот; 2) способность к образованию комплексов с различными ферментами и влияние на их активность; 3) воздействие полиаминов на биологические мембраны. В частности, доказана тесная связь спермина и спермидина с нуклеиновыми кислотами у ряда бактерий, причем увеличение содержания полиаминов в клетках предшествует возрастанию РНК (7241.
Важное значение имеет способность аминов образовывать комплекс с различными соединениями и ферментами [757]. Многие из биогенных аминов могут образовывать координационную связь с двухвалентным железом, АТФ в диапазоне pH 5—8,5, а также вступать в биофункцио- нальные взаимодействия с альдегидами (глиоксаль, метилглиоксаль и др.). Возникающие при этом свободные радикалы и образующиеся комплексы последних о аминами проявляют высокую биологическую активность. Весьма существенным обстоятельством физиологической роли аминов в метаболизме организмов является их токсичность и влияние на деятельность ферментов. Токсичность экзогенных ди- и полиаминов для растений наблюдается при использовании их концентраций более 1 мкМ. Показано [247] ингибирующее действие полиаминов на активность ДНК-полимеразы in vitro, что является следствием агрегации тех полимеров, которые в норме обладают наибольшей способностью к связыванию полиаминов. Механизм действия аминов как ростовых факторов обусловлен их основной природой и легкостью образования ионной связи с отрицательно заряженными группами различных биополимеров. Например, стимуляцию путресцином, спермином и спермидином процесса пролиферации в эмбриональных тканях объясняют контролированием ими синтеза РНК [247].
Существенное влияние многие амины оказывают на активность ферментов у водных микроорганизмов, что обусловлено их транспортом через биомембраны и поступлением в клетки. Метиламин, как аммонийный ион, снижает активность рибулезо-1,5-дифосфаткарбоксилазы у морской нитрифицирующей бактерии Nitrosococcus oceanus [4331. Предполагают, что амин и NH^ поглощаются одной и той же транспортной системой, причем после 3 ч инкубации клеток N. oceanus с С14- метиламином радиоактивность обнаруживается в спирторастворимой фракции, но не во фракциях макромолекул. Это свидетельствует о значительной подвижности аминов внутри клеток. Спермидин и спермин снижают активность РНК-азы в растительных клетках [272], что 46
уменьшает потерю клетками растворимых веществ из запасающих тканей вследствие дестабилизации клеточных мембран при ранении. Спермидин принимает участие в активировании а-амилазы 1574], спермин ингибирует активность полиаминооксидазы [295].
Установлено [548], что спермин, спермидин и путресцин аналогично некоторым четвертичным и бис-четвертичным аминам вызывают (в зависимости от концентрации субстрата) активацию или торможение как связанной, так и растворимой ацетилхолинэстеразы. Это указывает на то, что спермин, спермидин, путресцин и другие полиамины могут быть модулятором синаптической активности при взаимодействии с ацетилхолинэстеразой. Под влиянием спермидина (5 мкМ ) ингибируется активность эндогенных протеаз дрожжей [726]. Под влиянием метиламина ингибируется активность нитрогеназы (К. Ф. 1.18.2.1) и глутаминсинтетазы (К. Ф. 6.3.1.2), а также уменьшается фотосинтетический пул АТФ в клетках штамма Anabaena doliolum [688].
Доказано [589], что в определенных условиях амины и аминокислоты образуют с пиридоксальфосфатом биологически неактивные циклические соединения, что лишает фермент биологической активности и приводит к ингибированию его. Это может быть одним из важнейших путей участия аминов и их производных в регуляции метаболизма клеток.
Полиамины тесно взаимодействуют и с ионами разнообразных элементов, что в еще большей мере усиливает их функциональную активность. Например, магний и марганец стимулируют действие спермина. Особенно заметное усиление поглощения ионов происходит в присутствии кальция.
Следовательно, амины как лабильные, реакционноспособные и физиологически активные соединения, широко распространены в клетках различных организмов, могут быть отнесены к числу важнейших регуляторов метаболических процессов живых организмов. При этом следует учитывать, что биогенным аминам как высоко активным соединениям присуща двойственная роль в живых клетках. При введении в растительную клетку растворов с низкими концентрациями (10—100 мкМ) они действуют как ростстимулирующие вещества, стабилизаторы полимерных структур, а в высоких (более 1 мМ) — как токсины широкого спектра действия. Однако чувствительность к ним различных клеток растений значительно отличается. Например, соя не страдает при повышении концентрации путресцина в 100 раз, у других растений даже при меньших концентрациях возникают некрозы тканей. Это связано как с особенностями азотного обмена, так и системами детоксикации аминов. Однако учитывая, что диамины являются промежуточными продуктами на пути синтеза алкалоидов пирролидинового и пиперидинового рядов, их поступление с водой и водорослями в организм теплокровных животных и гидробионтов крайне нежелательно.
Поступая в клетки водорослей из воды, образуясь в них в процессах биосинтеза и вновь выделяясь обратно в воду в процессе жизнедеятельности и в результате постлетального распада органического вещества, полиамины должны играть существенную роль как в регуляции роста, размножения и функциональной активности водорослей^
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007. e-maiI.pahutaqwe®rambler n,Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007. e-maiI.pahutaqwe®rambler n,
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007. e-maiI.pahutaqwe®rambler n,
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007. e-maiI.pahutaqwe®rambler n,
формировании альгоценозов, так и биологической полноценности воды для теплокровных организмов и гидробионтов.
Функциональная активность полиаминов для водорослей изучена мало, поэтому приходится экстраполировать факты, известные для других растений, на основании общности биохимических процессов. Nostoc muscorum прекращает фототрофный рост в присутствии 1 мМ метиламина, а при концентрации последнего 2 мМ и гетеротрофный (776]. Вместе с тем считают, что водоросли достаточно легко адаптируются к аминам в среде и могут разлагать их за счет создания адаптивных ферментов, что доказано для Scenedesmus quadricauda и диметиламина [339]. При этом диметилформамид как источник аминов даже в концентрации 1000 мг/л (190 мг N/л) не оказывал токсического влияния на жизнедеятельность водорослей: у последних активировалось дыхание, образовывались адаптивные ферменты и активно использовались азотсодержащие соединения. Утилизация метиламина в качестве источника азота и углерода доказана у мутантов Anabaena dolium и Nostoc muscorum [776, 688]. Не токсичен для Ochromonas danica и триметиламин при pH выше 7 [638]. Метиламин в концентрации 1— 500 мг/л не ингибировал рост ряда водорослей и элодеи канадской [227], что говорит об их высокой токсикорезистентности к аминам.
О высокой устойчивости растительных клеток к наличию аминов в среде в концентрации даже 150 мг/л свидетельствуют и данные, полученные на культуре клеток табака [172]. Концентрация путресцина 5—50 мг/л стимулировала рост последних и увеличивала в клетках содержание ряда аминокислот и их амидов — глутамина, аспарагина, пролина, аланина. Scenedesmus acutus накапливает в клетках вторичные алифатические амины в концентрации до 0,01 % сухого вещества, что дает основание говорить о промышленных масштабах получения спермидина из этой водоросли [780]. Наиболее высокое содержание аминов отмечено у Scenedesmus в сентябре.
Характер влияния аминов на жизнедеятельность водорослей зависит от биологических особенностей вида и химической природы вещества: метиламин (10~6 М/л) тормозит рост Microcystis, а триметиламин и этаноламин в этой же концентрации его стимулируют. н-Пропи- ламин в концентрации 300 мкг/л оказывает тормозящее влияние на рост и размножение Ankistrodesmus [705]. Производное аминов — N-ацетил-О-глюкозамин в концентрации 0,01 и 0,1 % стимулирует рост Scenedesmus quadricauda, увеличивая в 1,2—1,4 раза численность клеток. Под влиянием этого соединения у S. quadricauda и Phormidium uncinatum изменился состав и соотношение свободных и связанных аминокислот. В целом водоросли достаточно устойчивы к аминам. Различие в химическом составе их биомассы под влиянием последних может быть причиной изменений физиологической активности и возникновения даже токсичности для гидробионтов и теплокровных животных там, где она раньше не проявлялась. Возможно, этим и объясняются участившиеся случаи проявления токсичности водорослей невыясненной этиологии.
Влияют амины и на качество воды. Продуцируемые водорослями амины придают ей различные запахи. Например, рыбным запахом ха- 48
рактеризуются метаболиты, продуцируемые Fandorina, Volvox, Gonium, Eudorina, Mallomonas, Euglena, Ceratium, Tribonema. Найдены они и у Melosira italica и Anabaena solitaria. Сильный запах аминов обнаружен у Oscillatoria limosa, Microcystis aeruginosa. Это отмечено не только в ряде водоемов ФРГ 17051, но и в культурах водорослей. Необычно богат аминами и экстракт Ochromonas danica.
Таким образом, амины заслуживают самого пристального внимания исследователей с целью изучения основных закономерностей трансформации этих соединений в клетках водорослей и природной воде, что важно для формирования ее биологической полноценности. Это определяется не только тем, что в условиях евтрофных водоемов происходит существенное повышение численности и биомассы различных представителей бактерио-, мико- и альгофлоры до степени биологического загрязнения воды с проявлением всего комплекса неблагоприятных последствий, но и весьма существенным накоплением в воде аминокислот и других азотсодержащих соединений антропогенного происхождения. Как известно, амины относятся к числу потенциальных источников образования сильнодействующих канцерогенных нитрозосоединений. С помощью последних можно вызвать опухоли практически всех органов у 39 видов животных, включая рыб и моллюсков 11031.
Особый интерес представляет способность аминов образовывать нитрозосоединения in vitro при взаимодействии с нитритами и нитратами, в значительном количестве накапливающимися в воде евтрофных водоемов. Метил- и этиламины образуют нитрозодиметиламин и нитрозо- диэтиламин. Нитрозирование первичных и третичных аминов идет по пути диалкилирования с образованием промежуточных веществ — альдегидов или кетонов и вторичных аминов с последующим образованием нитрозоаминов [1031. Способностью нитрозироваться обладают также полиамины — спермин и спермидин. Реакция нитрозообразования может медленно протекать при pH 5,0—6,0, но в присутствии некоторых катализаторов (карбонильные соединения) образование нитрозоаминов может осуществляться и в слабощелочной среде. Наиболее активным катализатором этой реакции оказался формальдегид, в его присутствии реакция идет даже при pH 9,0. Как известно, в скоплениях водорослей уже в течение первых 5—6 ч начинают происходить процессы брожения, обусловливающие снижение pH. Происходит оно и в темноте в результате интенсивного дыхания водорослей, особенно в придонных слоях. Оптимизация pH воды, наличие в ней большого количества разнообразных карбонильных соединений, накопление в водоеме нитратов и нитритов, а также высокая нитратредуктазная способность водорослей, обусловливающая образование нитритов, создают в евтрофных водоемах все необходимые предпосылки для появления канцерогенных нитрозосоединений, а водорослевым аминам в этих процессах принадлежит весьма существенная роль.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail tabulae we® rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail tabulae we® rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail tabulae we® rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail tabulae we® rambler.ru
ГЛАВА 4
ЛИПИДЫ И ИХ ПРОИЗВОДНЫЕ
ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА
В числе биологически активных соединений водорослей значительный интерес представляют липиды как соединения, не только выполняющие прямую регуляторную роль в функционировании клеточных мембран, но и непосредственно связанные с метаболическими процессами: через глицерин — с обменом углеводов, через жирные кислоты и ацетил уксусной кислоты — с циклом ди- и трикарбоновых кислот, а также с биосинтезом терпенов, стеринов, а через них — с витамином группы D. Клетками водорослей выделяется в среду значительное количество липидов (8—10 % сухого вещества клеток). Например, Ochro- monas danica [310] выделяет метаболиты, на 2/3 представленные нейтральными липидами, стеринами, свободными жирными кислотами (Ci6:o, С18:0, CI8;i), пигментами, эфирами стеринов; на 1/3 — сульфолипидами, гликолипидами и фосфатидами. Примерно 10 % липидов к массе тела выделяют диатомовые водоросли, в частности Synedra sp. 148]. В настоящее время более или менее подробно исследованы липиды около 100 видов водорослей из ~ 30 000 известных представителей альгофлоры. Имеющиеся данные свидетельствуют о том, что состав липидов у водорослей различных систематических групп весьма разнообразен.
Как гидрофобные соединения, попав в среду из клеток водорослей, липиды значительный период времени сохраняют реакционную способность, принимая участие в трансформации РОВ воды и сорбируясь на внешней стороне мембран гидробионтов. Не исключено попадание липидов и продуктов их трансформации вместе с водой в организм теплокровных животных. В связи с изложенным выше представляет интерес выяснение следующих вопросов: 1) какие липиды и в каком количестве могут попадать в воду при росте, размножении и отмирании различных видов водорослей в евтрофных водоемах; 2) каким образом происходит трансформация липидов в водных средах; 3) какой биологической активностью характеризуются липиды и их производные по отношению к гидробионтам. Последний вопрос представляет также значительный интерес в плане поиска среди объектов альгофлоры перспективных источников липидов для практического использования. Как известно, липиды относятся к числу наиболее сложных из синтезируе-
мых природных соединений, потребность в них огромна, а традиционные источники получения их из водной среды (китобойный промысел) с каждым годом становится все проблематичнее.
ЛИПИДЫ ОТДЕЛЬНЫХСИСТЕМАТИЧЕСКИХ ГРУПП ВОДОРОСЛЕЙ
Синезеленые водоросли. Сравнительно полно изучены липиды синезеленых водорослей, [22, 217], однако об их биологической активности известно мало. По составу липиды водорослей представлены как запасными жирами — триглицеридами, так и фосфо- и гликолипидами клеточных структур [214]. Содержание липидов варьирует от 2 до 18 % сухого вещества клеток [197], что определяется видовыми особенностями и условиями выращивания. Например, у Anabaena cylindrica и Oscillatoria sp. липиды составляют 2—12 % сухого вещества, у Apha- nizomenon flos-aquae — 3,7 % органической части, у 2 видов Anabaena, Calothrix elenkinii, Sphaeronostoc coeruleum, Amorphonostoc paludo- sum, Stratonostoc linckia — 3,3—7,6 % сухого вещества [17]. В качественном составе липидов, как и в их количественных характеристиках, у различных видов отмечается значительная гетерогенность, хотя основные этапы синтеза и элонгации жирных кислот у водорослей (например, у Anabaena variabilis) и высших растений аналогичны, за исключением механизма образования ненасыщенных жирных кислот [563].
Суммарное содержание липидов и соотношение отдельных компонентов в них зависят от видовых особенностей и ряда абиотических факторов, в частности освещенности, температуры, условий питания. Качественный состав жирных кислот весьма разнообразен: Сцм, С12.о> С)4:0, С14:1, С15;0> С16:О, С16;1, С{6:2, С1?:1, QsiO, С18:Ь С18:2, С]8:3» Ci8:4- Жирные кислоты с разветвленными углеводородными цепями в липидах синезеленых водорослей не обнаружены [197], в отличие от многих бактерий. Доминирование той или иной кислоты зависит от биологических особенностей вида [217].
У представителей хроококковых водорослей (Synechococcus, Chlorogloea и др.), как и у гормогониевых (Nostoc, Oscillatoria, Нара- losiphon и др.) липиды представлены в основном жирными кислотами с 16 и 18 атомами углерода. При этом количество ненасыщенных жирных кислот (их у отдельных водорослей до 60 % к общему количеству) положительно коррелирует со степенью морфологической сложности водорослей. В целом при доминировании в водоеме представителей синезеленых водорослей в воде в большом количестве будут накапливаться наиболее реакционноспособные ненасыщенные жирные кислоты.
Из жирных кислот у синезеленых водорослей идентифицированы каприновая, лауриновая, миристиновая, пальмитиновая и стеариновая кислоты. Ненасыщенные моноеновые кислоты представлены в основном олеиновой, вакценовой, лауринолеиновой, пальмитолеиновой, эруковой кислотами; из полиненасыщенных в большом количестве обнаружена линолевая. Соотношение отдельных кислот и их количественное накопление зависят от видовых особенностей водорослей. Напри-
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaqwe(?6rambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaqwe(?6rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaqwe(?6rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaqwe(?6rambler ru
лер, у Microcystis aeruginosa, Anabaena cylindrica, Spirulina platen- >is, Aphanizomenon flos-aquae отмечено высокое содержание пальмити- ювой кислоты (до 58,5 % к общему количеству жирных кислот у пер- зой водоросли и до 42,3 % у второй) и сравнительно невысокое количество полиненасыщенных жирных кислот. Для S. platensis характерно высокое содержание линоленовой кислоты, отсутствие каприновой кислоты. У A. flos-aquae обнаружены линоленовая и доказодиеновая кислоты [178, 197]. В галактолипидах Anabaena variabilis а-линолено- вая кислота составляет 21 % всех липидов [217].
В отличие от более высокоорганизованных форм, содержащих различные фосфоглицериды и гликозилдиглицериды, у ряда синезеленых обнаруживают лишь один фосфолипид (фосфатидилглицерин) и три гликолипида (моно- и дигалактозилдиглицериды, сульфохиновозилди- глицерид), которые присутствуют лишь у немногих бактерий. Найдены у синезеленых водорослей глюкопиранольные и галактопиранозиль- ные эфиры 25-оксикозаеновой кислоты, 25,27- и 26,27-диоксиоктако- заеновой кислоты, глюкопиранозиды, 3,25-гексакозанодиола и 3,25,27- октакозанотриола [217].
Уникальным типом липидов, сходных с гликоцидами, обладают азотфиксирующие водоросли (A. cylindrica, A. flos-aquae, Chlorogloea fritschii). Гликолипиды азотфиксирующих синезеленых водорослей не отмечены у других представителей этого отдела, а также у зеленых, бурых, красных, желтозеленых морских и пресноводных диатомовых водорослях, в листья высших растений [217].
Установлены различия в липидном составе гетероцистных и без- гетероцистных форм: у имеющих гетероцисты водорослей найдены специальные гликолипиды (//-липиды), которые отсутствуют у ряда хро- ококковых водорослей (например, у М. aeruginosa, Trichodesmium erythraeum) [785].
Особый интерес представляют липополисахариды, в большом количестве обнаруженные у синезеленых водорослей и дающие высокие титры гемагглютинации и почти не содержащие фосфора. У A. variabilis найдены О-антигенные липополисахариды, существенно отличающиеся по свойствам от бактериальных О-антигенов [791]. Среди продуктов кислотного гидролиза липополисахаридов в большом количестве представлены d-рамноза, ее 3-о-метиловый эфир, a-d-кофриоза, D-глюкоза, меньше D-манноза, D-галактоза. £-глицеро-О-манногептоза и 2-ке- то-3-диоксиоктанат, свойственные бактериальному О-антигену, отсутствовали. Из аминосахаров в составе липолисахаридов обнаружен лишь D-глюкозамин, а из жирных кислот — р-оксимиристиновая, Р-оксипальмитиновая, Р-оксистеариновая, пальмитиновая.
Красные водоросли. Характеризуются сравнительно невысоким содержанием липидов — 0,4—3,2 % [17]. Однако учитывая интенсивность их развития в прибрежных участках морей и океанов, выход липидов в воду составляет весьма значительные величины.
Количество запасных липидов варьирует в зависимости от органа: больше липидов в тетраспорах, карпоспорах, значительно меньше в вегетативных клетках. Локализованы эти липиды в виде сферических глобул диаметром около 1 мкм и с высоким преломлением света. При
Таблица 5. Содержание жирных кислот (в % к сухому веществу) у представ и телей различных систематических групп водорослей 1406]
Род
Отдел
Жирные кислоты
Chlorella
Зеленые
20,3—36,8
Oocystis
»
12,7—32,6
Euglena
Эвгленовые
11,2—22,4
Tribonema
Золотистые
8,2—19,8
Monodus
Желтозеленые
9,7—34,4
Navicula
Диатомовые
23,0—34,2
Porphyridium
Красные
5,6—12,2
Anabaena
Синезеленые
3,2—5,0
Oscillatoria
»
4,4—11,7
разрушении клеток глобулы попадают в воду и липиды трансформируются в результате окислительных процессов. Сравнительно подробно исследованы липиды немногих водорослей (Laurencia obtusa, Porphy- ridium cruentum, P. purpureum, Rhodoglossum pulchrum, Pterocladia tenuis, Chondrus crispus, Gelidium sp., Rhodymenia palmata, Lemanea nodosa и др.).
До 75 % липидов представлено высшими ненасыщенными жирными кислотами с 14—20—22 атомами углерода и с 4,5,6-ненасыщенными двойными связями [560], т. е. соединениями с высокой реакционной способностью и легко оксиляющимися на воздухе [581]. Содержание жирных кислот достаточно высокое и колеблется в пределах 5,6—12,2 % (например, у Porphyridium). Это значительно ниже, чем у зеленых, эвгленовых, золотистых, желтозеленых и диатомовых водорослей, но выше, чем у синезеленых (табл. 5) [406]. Обнаружены у водорослей фос- фатидилхолин и фосфатидилэтаноламин, в составе жирных кислот которых преобладали арахидоновая и пальмитиновая кислоты. В составе фосфатидил глицерина в значительном количестве представлена трансгексаеновая кислота— 11,8 % [631]. Некоторые красные водоросли рассматриваются в качестве перспективного объекта получения ценных компонентов липидов. Например, стоимость получения арахидоновой кислоты (1,5,8,11,14-эйкозатетраеновая кислота), образуемой Porphyridium cruentum, составила 0,15—1,0 доллар за 1 г [723].
Попадание в воду липидов и их производных в связи с развитием аквакультуры и выращиванием большого количества водорослей на шельфах морей может стать существенным фактором формирования биологической активности органических веществ воды. Это, в свою очередь, будет оказывать влияние на рост, размножение и функциональную активность водорослей в одном случае как ингибитор процесса, в другом — как стимулятор. Характер действия будет зависеть от интенсивности свободнорадикальных процессов окисления липидов и инициируемых ими реакций.
Зеленые водоросли. Характеризуются достаточно высоким содержанием липидов (табл. 5). Количество последних в клетках значительно колеблется (от 10 до 80 % сухого вещества) в зависимости от
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.nahutaawe©rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.nahutaawe©rambler.ruвида водорослей, возраста и условий выращивания. Содержание липидов в клетках повышается с возрастом культуры, при азотном голодании и при увеличении освещенности [17, 2171. По качественному составу они представлены нейтральными липидами, или триглицеридами; фракцией пигментов, содержащей более 90 % хлорофилла из суммарного липидного экстракта; гликолипидами, фосфо- и сульфолипидами [150]. Например, из Chlorella pyrenoidosa выделены сульфогликолипид, сульфогликоглицерин и лизосульфолипид [130]. Количество липидов достаточно велико и выход их из водорослей может составлять до 178 г/кг сырой массы [528]. Большинство жирных кислот в клетках находится в виде триглицеридов, причем на всех стадиях развития в последних содержится особенно много жирных кислот типа моноеновой кислоты и пальмитиновой. Среди свободных жирных кислот содержится много линоленовой кислоты 1636].
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.nahutaawe©rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.nahutaawe©rambler.ru
Пресноводные зеленые водоросли содержат в основном несколько жирных кислот с 18 углеродными атомами и более чем тремя двойными связями. Значительное количество жирных кислот с более чем 18 углеродными атомами найдено у зеленых морских водорослей [800]; у них обнаружено также небольшое количество С20- и С22-жирных кислот, которых нет у красных и бурых водорослей.
В числе жирных кислот, например, у Chlorella vulgaris более 80 % представлено ненасыщенными соединениями [84]. Из насыщенных в заметном количестве обнаружены только пальмитиновая, из ненасыщенных — миристиновая, пальмитолеиновая, транс-3-гексадеценовая, гексадекадиеновая и линоленовая кислоты. В целом зеленые водоросли характеризуются наиболее высокими показателями содержания жирных кислот. Исключение составляет зеленая водоросль Botryococcus braunii, накапливающая 23 % липидов против 7 % жирных кислот 1406].
В качественных и количественных характеристиках липидов четко проявляется видовая специфичность. Так, Cladophora glomerata содержит максимальное количество фосфолипидов (около 10 % массы общих липидов) по сравнению с Ulothrix zonata, Spirogyra sp., Scene- desmus dimorphus, Cosmarium laeve. Различались виды и по преобладанию жирных кислот: доминирующей жирной кислотой фосфолипидов нитчатых водорослей была С18:ь затем Ci8:2 и Ci8:3, Ci6:b а у Sce- nedesmus и Cosmarium — Ciea, С1&2 и Ci^o, хотя в нейтральных липидах всех водорослей преобладали олеиновая и гексадеканоиновая кислоты. Накоплением большого количества глицерина и р-каротина характеризуется Dunaliella. Это даже дает основание говорить о биоконверсии солнечной энергии через глицерин с помощью водорослей этого типа [300].
Изменяется состав липидов в вегетативных и репродуктивных клетках: вегетативные (например, у Protosiphon botryoides) содержали много фосфолипидов, одинаковое соотношение галактолипидов и нейтральных липидов, в то время как в цистах преобладали нейтральные липиды, а также ненасыщенные жирные кислоты, но в гораздо меньшем количестве [307].
Как качественный набор липидов водорослей, так и особенно их
количественные характеристики изменяются от фазы роста клеток и условий выращивания. Например, у Chlorella sp. штамм К моногалактозил глицериды на экспоненциальной фазе роста составляли 2,3— 2,5 % к сухому веществу, на линейной — 3,0—3,2 % [105]. Значительные изменения в составе липидов клеток и среды в зависимости от фазы роста обнаружены у Westella botryoides [204]. При исключении из среды азота, фосфора, серы, калия, магния состав жирных кислот хлореллы не изменялся, но отличались их количественные показатели: увеличивалась доля пальмитиновой, стеариновой и олеиновой кислот, снижалась доля триеновых кислот [84 ]. Содержание а-линоленовой кислоты в темноте у Chlamydomonas reinhardtii составляло 9,2 %, на свету — 27,7 % [3941.
По мере снижения содержания азота в среде уменьшается количество ненасыщенных С16-жирных кислот с 2,3,4 двойными связями. Содержание ненасыщенных С18-жирных кислот с 2 и 3 двойными связями начинает снижаться только при концентрации азота 0,0005— 0,0001 %, а при концентрации его 0,001—0,005 % иногда достигает максимальной величины. Содержание пальмитиновой и олеиновой кислот по мере снижения концентрации азота в среде резко возрастает [662]. Азотное голодание Chlorella pyrenoidosa обусловливало преимущественный синтез олеиновой кислоты [1051, хотя при изменении освещенности гомологичные кислоты С1в- и С18-рядов изменялись одинаково [1041.
Бурые водоросли. Липиды бурых водорослей изучены на сравнительно небольшом числе объектов, в основном у фукусовых и ламинариевых водорослей [17] Fucus vesiculosus, F. serratus, Laminaria sac- charina, L. digitata, Laurensia pinnatifida, Ascophyllum nodosum, Pelvetia canaliculata, Rhodymenia palmata, Dictyopteris polypodioides, Styptocaulon scoparium, Faonia atomaria, Undaria pinnatifida. Содержание липидов у них невысоко и колеблется в пределах 1—3 %. Основная часть липидов представлена триглицеридами ненасыщенных жирных кислот типа линоленовой и линолевой. Это С20- и С22-жирные кислоты с 3,4,5 и даже 6 двойными связями. По содержанию последних бурые водоросли занимают промежуточное положение между зелеными и красными: у красных относительно больше полиеновых кислот с С20 и более углеродных атомов, а у зеленых — наоборот с Cig—is- Кроме высокомолекулярных жирных кислот у бурых водорослей достаточно обширно в составе триглицеридов представлены и другие: С^о, Сю:о, С12:0, С14:0, С16:1, С18:о, С1&2» С20:3, Сг0:4> СгОтв» Сг2:О- 1217].
На долю свободных жирных кислот у бурых водорослей, например у Fucus vesiculosus, проходится примерно 4,2 % общего количества липидов. Кроме триглицеридов, составляющих около 11,8 % общего содержания липидов, у бурых водорослей обнаружены глико-, фосфолипиды, сульфолипиды, а также ацилсодержащие липиды. Например, у F. vesiculosus на долю гликолипидов приходится в среднем 29,9 %, фосфолипидов — примерно 6,5 % общего содержания липидов. Выход сульфолипидов, как у зеленых водорослей, равен 178 г/кг сырой массы [528]. Основную часть фосфолипидов (примерно 2/3 общего количества) составляет фосфатидил инозит, в небольшом количестве пред-
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaqwe^rambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaqwe^rambler ruставлен фосфатидилглицерин, дифосфатидилглицерин, фосфатидилэта- ноламин. Фосфатидилхолин, например, у F. vesiculosus не найден.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaqwe^rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaqwe^rambler ru
Определенный интерес представляют ацилсодержащие липиды, составляющие около 3 % сухой массы водорослей. Среди них преобладают диацилгалактозилглицерин и диацилдигалактозилглицерин, а также диацилсульфохиновозилглицерин. На долю первых двух приходится до 70 % общего количества липидов, на долю последнего — около 30 %. В составе первых двух компонентов содержится много п-3-поли- ненасыщенных жирных кислот, тогда как у фосфатидилхолина и фос- фатидилэтаноламина преобладает арахидоновая кислота, составляющая свыше 60 % ацильных групп, несколько в меньшем количестве представлена эйкозапентаеновая кислота [217, 734].
В составе фосфатидилэтаноламина преобладала а-линоленовая кислота и в заметном количестве содержалась необычная транс-3-гекса- деценовая кислота [734].
Качественный состав липидов и их количественные характеристики изменчивы: чем выше на литорали произрастают водоросли, тем больше в них накапливается липидов. Повышается количество последних и в период образования спор [17]. Фосфо-, глико-, и сульфолипиды представлены в вегетативной части таллома в большем количестве, чем в репродуктивной, например у фукусовых (Pelvetia conaliculata, Fucus vesiculosus, F. serratus) [679].
Эвгленовые водоросли. Липидные компоненты эвгленовых водорослей исследованы мало. У них содержится значительное количество ненасыщенных жирных кислот с 4—6 двойными связями, причем состав и накопление их зависит от светового режима и условий питания. Например, у Euglena gracilis в темноте а-линолевая кислота составляет 0,6 %, на свету — 7,8 % ко всем жирным кислотам, причем бесхлоро- филльные мутанты на свету практически не содержат этой кислоты. При углеродном голодании более половины жирных кислот составляли Ci9_22, в основном арахидоновая. В гетеротрофных условиях кислоты были в основном С12-15, а на свету — Qg-is с 3—4 двойными связями. Одновременно увеличивалась на свету и концентрация 4,7,10,13- гексатетраеновой кислоты.
Обнаружены у эвгленовых водорослей фосфо- (в частности, фосфатидилглицерин), глико- и сульфолипиды [467]; последние в большом количестве представлены в основном инозито-, уронидогалактосульфо- липидами [17]. До 25 % липидов у эвгленовых приходится на воска, причем в темноте концентрация восков повышается даже до 50 %. Основную часть восков составляет производное высокомолеклярных спиртов миристилмиристат. В целом липиды эвгленовых водорослей характеризуются значительным разнообразием, пластичностью и высокой реакционной способностью при попадании в воду в связи с ненасыщенностью входящих в их состав жирных кислот.
Диатомовые водоросли. Липиды диатомовых изучались в основном на природных популяциях морского и пресноводного фитопланктона, а также на культурах (Rhizosolenia alata, Talassiosira sp. Fragilaria sp., F. oceanica, Rhabdonema adriaticum, Phaeodactylum sp., P. tricornutum, Navicula sp., N. incerta, N. murabilis, N. pelliculosa, 56
Nitzschia sp., N. closterium, N. palea, Chaetoceros furcellatus, Ch. decipens, Ch. didymus, Amphora sp., Eucampia zoodiacus, Grammatopho- ra marina, Biddulphia sp., B. sinensis, Sceletonema costatum, Cyclotella cryptica и др.).
Содержание липидов у диатомовых достаточно высоко — 35—44% сухого вещества [171. Около 10 % липидов выделяется клетками водорослей в среду в процессе жизнедеятельности; 30—80,5 % приходится на триглицериды, в основном состоящие из ненасыщенных жирных кислот; свободных жирных кислот в клетках до 20 %.
Диатомовые характеризуются необычным распределением связанных жирных кислот по сравнению с зелеными водорослями и высшими растениями: ненасыщенные С14-, С1в-, С20-жирные кислоты составляют основную часть соединений. Ненасыщенные С18-кислоты в свободном виде зачастую отсутствуют, иногда представлена в небольшом количестве линолевая кислота. Наиболее значительная доля (до 70 %) приходится на С16-жирные кислоты как, насыщенные, так и с 1, 2, 3 и 4 двойными связями. Встречаются и жирные кислоты Cu:o, Cun, Cis-.i, Cis:5, С2о:з и С22:о- Представители Chrysophyta, Rhodophyta и Pyrrophyta имеют еще более низкое содержание С18:з-жирных кислот.
Линолевая кислота у зеленых растений является основной ненасыщенной жирной кислотой и участвует в функционировании хлоропластов. У диатомовых водорослей эту роль выполняют ненасыщенные С16- и С20-жирные кислоты. Обнаружена и уникальная жирная кислота, ограничивающая фотосинтез диатомовых водорослей [381. Например, у пресноводных диатомовых Stephanodiscus hantzschii, Melosira varians методом ГЖХ выделены и идентифицированы 9 жирных кислот, присутствующих как в эндо-, так и в экзометаболитах водорослей: пальмитиновая, пальмитолеиновая, стеариновая, олеиновая, линолевая, эй- козеновая, декозеновая, трикозановая, пентакозеновая. Ненасыщенные жирные кислоты составляли свыше 60% к числу идентифицированных. У Phaeodactylum tricornutum выделено 6 жирных кислот: Ci4:o, Ci6:4~ С16:3, С16:2, С18:4 и СгогБ [349]. У Biddulphia sinensis выделена необычная для растений 6,9,12,5-гексадекатетраеновая кислота. По составу жирных кислот пресноводные и морские виды мало отличаются: например, единственное отличие в составе жирных кислот между Navicula murabilis (пресноводная) и N. incerta (морская) состоит в полном отсутствии у последней арахидоновой кислоты С2о:4- На долю фосфо-, сульфо- и галактолипидов у диатомовых водорослей приходится более 10 % общего количества жиров.
При изменении условий выращивания (освещенность, степень обеспеченности азотом и др.), а также физиологического состояния клеток (наличие фотосинтеза, дыхания на том или ином уровне) качественный состав и количественные характеристики липидов значительно изменяются [634]. В целом диатомовые водоросли как основное первичное звено большинства трофических цепей в водоемах являются существенным источником липидов не только для гидробионтов, но и для водной
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaqwe(r<)rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaqwe(r<)rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaqwe(r<)rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaqwe(r<)rambler.ru
-среды, обогащая ее большим количеством реакционноспособных соединений, легко трансформируемых в биологически активные и ароматические вещества [38, 171, 2171.
Динофитовые водоросли. Несмотря на широкое распространение динофитовых в морских и пресных водоемах, вызываемое ими «цветение» воды и биологическое загрязнение, липиды этих водорослей исследованы мало. Общее содержание сырого жира у некоторых из них (Exuviaella cordata Gymnodinium wulfii) колебалось в пределах 3,5— 5 % сухого вещества [17]. Как и у бурых водорослей, основная масса жирных кислот представлена высоконенасыщенными Ci8:4, С2о:5 и Qo:6, С22-жирными кислотами с 3,4,5 и даже 6 двойными связями [800]. ос-Линоленовая кислота составляет не более 1 % всех жирных кислот.
Из необычных полиненасыщенных жирных кислот динофлагеллят выделяют октадекапентаеновую кислоту, содержащуюся у представителей родов Ceratium и Peridinium, а также в зоопланктоне, потребляющем эти водоросли. Из Gyrodinium cohnii выделена также необычная докозагексаеновая кислота [60]. Наиболее ценными среди жирных кислот динофитовых водорослей являются полиеновые кислоты, представляющие значительную часть жирнокислотного состава липидов [60]. Поскольку динофитовые составляют значительную часть морского фитопланктона и характеризуются большим содержанием полиеновых кислот, они оказывают существенную роль на накопление в составе РОВ воды наиболее реакционноспособных липидов.
Золотистые водоросли. Представители золотистых достаточно богаты липидами (табл. 5), отличающимися значительной специфичностью состава жирных кислот. У них представлены жирные кислоты с 4 или более двойными связями. Морские золотистые водоросли содержат небольшое количество Сзо:4-жирных кислот, которые отсутствуют у пресноводных, а также не имеют арахидоновой кислоты, свойственной пресноводным.
В большом количестве золотистые водоросли выделяют липиды в среду. Например, в культуральной среде Ochromonas danica липидов обнаружено около 8 % к сухой массе клеток, причем 2/3 составляют нейтральные липиды неизвестной природы, стерины, свободные жирные кислоты, пигменты и эфиры стеринов; 1/3 — сульфолипиды, гликолипиды и фосфатиды. В составе экзогенных липидов преобладают жирные КИСЛОТЫ С16:О, С18:0, С18:1 [310].
Таким образом, в клетках водорослей и окружающей их среде в значительном количестве и большом качественном наборе представлены липиды и составляющие их компоненты. Несмотря на значительные отличия между отделами водорослей в разнообразии липидного комплекса клеток, в количестве накопленных жиров между представителями зеленых, красных, диатомовых, синезеленых, золотистых и эвгленовых водорослей обнаруживается мало различий. Это свидетельствует о том, что уровень выброса в воду липидов и их производных соизмерим для разных водорослей. Отличия в количественных показателях в большой мере зависят от биомассы водорослей, их физиологического состояния и условий выращивания, чем от видовых особенностей. Учитывая важную роль жиросодержащих компонентов в сво-
боднорадикальных процессах в водной среде, высокую метаболическую активность этих соединений, липиды водорослей следует рассматривать не только как потенциальные ароматизаторы природных вод, но и как факторы, формирующие их биологическую полноценность для потребителей, а также как соединения, играющие определенную роль в формировании гидробиоценозов.
ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА СТЕРИНОВ
Из неомыляемых липидов, обладающих биологической активностью, значительный интерес представляют стерины — один из наиболее распространенных в природе классов стероидов . По химической природе стерины являются высокомолекулярными спиртами, у которых спиртовая гидроксильная группа находится у С-3, а разветвленная алифатическая цепь из восьми или большего числа атомов углерода при С-17. В связи с особенностями химического строения стерины часто и называют стеролами. В клетках стерины представлены либо в виде свободных спиртов, либо в виде эфиров, у которых гидроксильная группа при С-3 этерифицирована жирной кислотой с длинной цепью.
Наиболее распространенным стерином животных признан холестерин (рис. 4.2), который представлен как в свободной, так и эстерифи- цированной форме. Обнаруживаемые у растений стерины объединяются общим названием фитостерины. В отличие от стеринов животных, фитостерины в целом, а также регуляция их синтеза исследованы значительно меньше, несмотря на их важнейшую роль в качестве структурных компонентов биологических мембран. К фитостеринам относят ряд химических соединений—стигмастерин и ситостерин высших растений, микостерины грибов и дрожжей. Например, у плесневых грибов в большом количестве обнаружен эргостерин (С28Н43ОН), который представлен и в клетках ряда зеленых, золотистых и других видов водорослей. В листьях высших растений количество стероидов и стеринов невелико — около 0,05—0,18 % сухого вещества. У бактерий стерины либо совсем не содержатся, либо их очень мало (от 0,0004 до 0,01 % сухого вещества).
Как и жиры, стерины образуются из углеводов. Исходным материалом для биосинтеза стеринов служит ускусная кислота (вернее, радикал СН3СО-ацетила). Промежуточными продуктами при биосинтезе стеринов являются мевалоновая кислота, изопентенилпирофосфат и сквален. Скорость образования стеринов и их производных зависит от физиологического состояния растений, этапа онтогенеза и условий внешней среды [434]. У животных и грибов в качестве исходного метаболита в биосинтезе стероидов принимает участие эпоксисквален, превращающийся в ланостерин и затем в холестерин в результате 19-ста- дийного процесса [665]. У фотосинтезирующих растений предпола-
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.oahutaawe((8rambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.oahutaawe((8rambler ruРис. 4. Стер ины:Рис. 4. Стер ины:1 — пергидроциклопентанфенантреновое ядро, 2 — холестерин, 3 — фукостерин, 4 —• диностерин1 — пергидроциклопентанфенантреновое ядро, 2 — холестерин, 3 — фукостерин, 4 —• диностерингается первоначальное превращение эпоксисквалена в циклоартенол, причем одним из продуктов метаболизма является эргостерин, который связан с метаболизмом витаминов группы D (последние образуются из эргостерина при облучении его УФ-лучами).
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.oahutaawe((8rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.oahutaawe((8rambler ru
Рис. 4. Стер ины:
Рис. 4. Стер ины:
1 — пергидроциклопентанфенантреновое ядро, 2 — холестерин, 3 — фукостерин, 4 —• диностерин
1 — пергидроциклопентанфенантреновое ядро, 2 — холестерин, 3 — фукостерин, 4 —• диностерин
Таким образом, важная структурная и метаболическая роль стери- нов в клетке выдвигает эту группу соединений в число важнейших функциональных регуляторов процессов жизнедеятельности как растений, так и животных. Поэтому попадание стеринов в воду, возможность их контакта с гидробионтами и теплокровными организмами — потребителями воды нельзя не учитывать.
СТЕРИНЫ РАЗЛИЧНЫХ ОТДЕЛОВ ВОДОРОСЛЕЙ
Долгое время наличие стеринов у водорослей различных систематических групп было под сомнением. У одних (например, зеленых, золотистых) стерины были найдены достаточно давно [217], у других их присутствие не обнаруживалось [17]. В частности, к 1972 г. имелись сведения о нахождении отдельных стеринов у сравнительно небольшого количества альгообъектов: горгостерола — у пиррофитовых, пельвестерола, саргастерола и фукостерола — у бурых; ситостерола, фукостерола,
холестерола — у красных; ситостерола, фукостерола, холестерина, хондрилластерола, кампестерола — у диатомовых; фукостерола, холестерола — у золотистых; ситостерола — у желтозеленых, ситостерола, фукостерола, хондрилластерола — у зеленых; ситостерола, фукостерола — у харовых. Не было информации о стеролах синезеленых, криптофитовых, эвгленовых водорослей, единичные стеролы были найдены у пирофитовых, желтозеленых, золотистых, зеленых водорослей [17].
В настоящее время мы имеем достаточно полную характеристику не только качественного состава стеринов, их количественных показателей, но и механизмов трансформации в клетках, видовой специфичности. В достаточном количестве и весьма широком наборе стерины обнаружены у представителей самых различных видов водорослей.
Зеленые водоросли. Содержание стеринов у этих организмов достаточно высоко. Например, у Chlorella vulgaris обнаружено примерно 100 мг стеринов на 100 г сухого вещества клеток. Представлены стерины смесью различных компонентов: 24-Р-этил-А7,22-халестадиенола или хондрилластерина (около 65 %), впервые выделенного из Scene- desmus obliquus 24-р-метил-Д7-холестенола или Д7-эргостерина (25 %) и 24-0-этил-Д7-холестенола или Д7-хондрилластенола, впервые выделенного у растений (10 %).
Найденные у Chlorella vulgaris стерины идентичны таковым у Ch. ellipsoidea, однако представляют собой, как и стерины всех живых организмов, не Д’-стерины, а Д5-стерины. Поскольку у всех живых организмов Д’-стерины являются предшественниками Д6-стеринов, предполагают, что у Chi. vulgaris отсутствует механизм синтеза Д5-стерои- дов из Д7-стероидов [646]. Важно отметить, что у Chi. ellipsoidea, как и у некоторых других зеленых водорослей, найдены обладающие гормональным действием стерины кортикоидного типа, в частности Д6 — 3^-олстероид. Содержание последнего возрастало в начале цикла развития, в период наиболее активного фотосинтеза и увеличения биомассы клеток, и снижалось в течение всего периода их созревания [635]. У Chi. emersonii идентифицирован Д’-эр гостенол, Д7-хондриластенол, хондриастерол [378, 379].
Из Dunaliella tertiolecta выделен ряд стеринов; во фракции неомыляемых липидов — (245)-24-метил-5а-холест-7-ен-ЗР-ол (42 %) и (24S)- 24-этил-5а-холест-7-ен-Зр-ол (36 %), во фракции моноенов — (24е)-24- метил- и (24е)-24-этил-5а-холест-8-ен-Зр-олы. В составе диенов обнаружены (22е, 24/?)-24-метил- и (22е, 24/?)-24-этил-5а-холеста-7,22- диен-ЗР-олы, (24е)-24-метил- и (24е)-24-этил-5а-холеста-8,14-диен-ЗР- олы и (24е)-24-этил-иден-5сс-холест-7-ен-ЗР-ол; во фракции триенов присутствуют (228, 24/?)-24-метил- и (22е, 247?)-24-этил-5а-холеста-5,7- 22-триен-ЗР-олы.
Количество стеринов у различных видов протококковых водорослей — представителей родов Ankistrodesmus, Chlorella, Coelastrum, Dic- tyosphaerium, Kirchneriella, Scenedesmus (например, у S. spinosus) — колеблется в пределах 0,07—0,5 % [756] в зависимости от физиологического состояния клеток, условий их выращивания. Например, в автоспорах содержание стерина доходит до 0,6 %, в зрелых клетках оно
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaqwe(rt)rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaqwe(rt)rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaqwe(rt)rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaqwe(rt)rambler.ru
значительно ниже [65aL Особый интерес представляет наличие у протококковых водорослей хондр илластерина, который является исходным продуктом для синтеза лечебного препарата кортизона [40]. Например, у Senedesmus sp. (болгарский штамм) [64а] хондрилл астерии составлял до 0,54 % к сухому веществу клетки, что почти в 3 раза выше, чем приведено в литературе.
Большой набор различных стеринов выделен из нитчатых зеленых водорослей. Для водорослей порядка Ulotricales характерно преобладание 28-изофукостерина, обнаружены у них также холестерин, 24- метиленхолестерин и брассикастерин [369]. У водорослей порядка Siphonales (кроме родов Codium и Siphonoidales) основным стерином является клионастерин. У представителей родов Codium и Siphonoidales помимо клионастерина найдены в небольшом количестве холестерин, 24-метилен-холестерин и брассикастерин. Для рода Codium характерно преобладание клеростерина, не выявленного в остальных исследованных родах.
У Ulva gigantea найдено до 0,08 % стеринов и стериновых глико- идов. Из них 95—97 % свободных стеринов, примерно 0,5 % этерифи- цированных стеринов, около 1 % гликозидов и до 2 % ацилированных гликозидов, углеводные компоненты которых представлены глюкозой и рамнозой [387]. У Chaetomorpha crassa обнаружен Р-ситостерин, у Enteromorpha intestinalis, Е. plumosa, Ulva lactuca стерины на 90 % представлены 28-изофукостер ином с примесью холестерина. Присутствуют у них 24-метилен-стерол и несколько неидентифицированных стеринов. Важно отметить, что 28-изофукостерол характерен для Ulva- les, но не выявлен у других порядков зеленых водорослей. Как известно, 28-изофу костер ин был выделен из высших растений [378].
Представители порядка Cladophorales характеризуются высоким содержанием холестерина, 24-метиленхолестерина, брассикастерина и клионастерина [369]. По имеющимся данным [647], из 9 исследованных видов зеленых нитчатых водорослей 6 содержали А5-стерины, 2 — А7-стерины, 1 — А5,7-стерины. При этом у Cladophora flexuosa и Pit* hophora sp. (Cladophorales) по сравнению с другими видами, обнаружено большее количество холестерина, 24-метил холестерина и 28- изофукостерина. Как и у протококковых водорослей, содержание стеринов у других зеленых водорослей неодинаково и составляет от 0,05 % сухого вещества у Helimeda incrassata (Siphonales) до 0,38 % у Chla- mydomonas reinhardti (Volvocales). Например, у Ulva pertusa содержание холестерина, метиленхолестерина и 28-изофукостерина изменяется по-разному в зависимости от сезона года [588].
В целом, как видно из представленных данных, набор стеринов у зеленых водорослей достаточно разнообразен, а количество их сравнительно высоко, что указывает на потенциальную возможность выброса в воду биологически активных соединений гормональной активности.
Красные и бурые водоросли. Сравнительно подробная информация имеется и о стеринах красных и бурых водорослей. Например, у красных водорослей как в природных популяциях (Furcellaria fastigiata, Gigartina skottsbergii и др.), так и в аксенически чистых культурах 62
(Porphyridium sordidum, P. purpureum, P. aerugineum, P. violaceum) обнаружен достаточно большой набор стер инов, хотя концентрация их низка. У Furcellaria fastigiata при общем количестве стеролов, составлявшем около 0,02 % к сухому веществу клетки, более 99 % приходилось на холестерин, другие стерины — 22-трансдегидрохолестерин, 24-метиленхолестерин, ₽-ситостерин, фукостерин, изофукостерин и дес- мостерин обнаруживались в следовой концентрации [647].
У Gigart in a skottsbergii найдено 13 насыщенных и ненасыщенных стер и нов с длиной цепи С27, С28 и С29, причем 92,7 % свободных сте- ринов составлял холестерин (холест-5-ен-ЗР-ол); на долю десмостерина приходится 2,1 %. Стерины с гидроксилированной боковой цепью, ранее обнаруженные у некоторых Rhodophyta, у G. skottsbergii отсутствовали [639]. У Gracilaria verrucosa, Polysiphonia subtilissima, Chon- dria dasyphylla, Ceramium rubrum, Caloglossa lepricurie, Dasya pe- dicellata, Grinnella americana 95—99 % всех стеринов составлял холестерин. У 2 последних видов обнаружен также в небольшом количестве десмостерин [378].
Аксенические культуры красных водорослей (кроме Р. aerugineum) в качестве основного стерина содержали 22-дегидростерин. У Р. aerugineum обнаружены смесь холестерина и десмостерина, а также 22- дегидрохол естер ин. У всех видов, за исключением клона Р. sordium и Р. violaceum, найдены следы С20- или С28-стеринов, наличие которых у красных водорослей ранее не подтверждалось, за исключением отдельных видов [330].
У бурых водорослей (Laminaria sacharina, Ascophyllum nodosum и др.) также идентифицированы разнообразные стерины. Их содержание равно соответственно 0,2 и 0,1 %. Однако в качественном составе и количественных соотношениях стеринов у разных водорослей существуют определенные различия. Например,у Laminaria sacharina в составе стеринов содержится 87 % фукостерина, 11 % —24-метиленхолесте- рина, 0,05 % холестерина, 0,05 % 24-кетохолестерина и 1,8 % сарин- гостерина; у Ascophyllum nodosum — 0,05 % холестерина, менее 1 % брассикастерина, 2 % 24-метиленхолестерина, 90 % фукостерина, менее 1 % 24-кетохолестерина и 6 % серингостерина [647]. Значительное количество стеринов найдено и у Lemanea nodosa, причем состав и содержание их, как и других липидов, менялось по сезонам от 0,18 % в апреле до 1,44—1,6 % в октябре. У Fucus vesiculosus на долю стеранов приходилось до 10,6 % общего содержания липидов [267]. Особый интерес представляет фукостерин. Он содержится у различных бурых водорослей (Fucus vesiculosus, Costaria cogitata, Pelvetia wrightii, Dictopteris divaricata) в количестве 0,08—0,25 % их сухой массы. С20-эпимером фукостерина является саргостерин, получаемый из Sar- gassum ringodianum, S. thunbergii, Eisenia bicyclis.
Следовательно, красные и бурые водоросли — основные обитатели шельфа морей и океанов в такой же мере, как и зеленые водоросли, характеризуются весьма разнообразным набором стеринов, хотя общее содержание последних ниже, чем у зеленых. Учитывая биомассу водорослей на 1 м2 шельфа (например, для формаций Cystoseireta это составляет 2—9 кг/м2, для Phyllophoreta — 0,5—10,8 и Zostereta — 0,3—
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.Dahutaawe(«)rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.Dahutaawe(«)rambler.ru,5 кг/м2) с полной «отдачей» накопленного органического вещества в оду после окончания периода вегетации [88], можно оценить общий бьем стеринов, попадающих в среду при разрушении их клеток.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.Dahutaawe(«)rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.Dahutaawe(«)rambler.ru
Стерины других отделов водорослей. Менее обширны сведения от- юсительно стеринов других отделов водорослей. В частности, найдены терины у эвгленовых водорослей. Например, как у бесцветной, так I у зеленой формы Euglena gracilis обнаружено одинаковое количество :вободных и связанных стеринов, основным компонентом которых был холестерин. Количество эргостерина, по данным одних авторов [275], I зеленых и бесцветных клеток водорослей изменялось: у первых — Ю % общего содержания его в клетке, у вторых — 73 %, По данным фугих авторов [746], содержание эргостерина у всех исследованных птаммов было одинаковым. У Euglena gracilis обнаружен также и 24- 5,д5-7'22_СТигмастриэнол [276], Найдено, что у зеленой эвглены после } ч освещения появляется хондрилластерол — типичный А7-стерин, котя при этом исчезает клиностерин — характерный А6-стерин, свой- гтвенный водоросли, выросшей в темноте [276].
Найдены стерины и у представителей динофитовых, криптофитовых и хризофитовых водорослей. Например, обнаружены стерины у фито- флагеллят Polytoma uvella, Ochromonas danica [255]. У одноклеточной жгутиковой водоросли G1 enod ini urn hallii выявлено 6 стеринов, в том числе диностерин, холестерин, стигмастерин, 4а-метилэтанол и др. [268]. У Gonyaulax tamarensis идентифицирован специфический диностерин с ранее не встречавшейся боковой цепью [60], который отмечается в смеси с холестерином. Gonyaulax diagenesis содержит 24-диме- тилдиностерин, холестерин, изофу костер ин. Образуют стерины представители криптофитовых (например, Cryptomonas о vat a var. palust- ris) [344] и хризофитовых водорослей (например, Synura petersenii).
Долгое время велись споры о наличии стеринов и их производных у синезеленых водорослей. Одни авторы [36] их обнаруживали, другие нет [17]. Считали [17], что синезеленые водоросли, как и многие бактерии, не синтезируют стеринов. В дальнейшем эта точка зрения изменилась. Сначала были выявлены стерины у Cyanidium caldarium [488] — формы, переходной от красных водорослей к синезеленым, относимой к синезеленым родофитам. У этой водоросли был найден в большом количестве эргостерин на фоне сравнительно невысокого содержания липидов (7,5 %) и жирных кислот (3,25 %) с преобладанием пальмитиновой, линолевой, олеиновой кислот.
У природных популяций Microcystis aeruginosa и Gloeotrichia echi- nulata в одном случае стерины не обнаруживались в значительном количестве, в другом [197] — найдены холестерин и три неидентифици- рованных стерина, а также много конечных продуктов трансформации стеринов — фукостерина или эргостерина [559]. У Phormidium luri- dum идентифицирован стерин, близкий по структуре стерину кораллов и губок — клиностерину [60].
Считают [217], что синезеленые водоросли содержат незначительное количество стеринов, но имеют промежуточные продукты биосинтеза последних — мевалонат и его нестероидные производные хинонов. Однако у синезеленых водорослей не найдены убихиноны, чем, воз-
можно, объясняется их низкая дыхательная активность. За исключением Anacystis nidulans, все синезеленые водоросли аккумулируют пластохинон А, витамин К и а-токоферилхинон, а-токоферол, а также полярный нафтохинон, который отсутствует у всех эукариотов [628].
Обнаружены стерины и у диатомовых водорослей. Например, в природных популяциях морских диатомовых водорослей (Nitzschia closterium, N. ovalis, N. longissima, N. frustulum, Amprora exigua, Phaeodaclum tricornutum, Navicula pelliculosa, Fragilaria sp.) идентифицирован ряд стеринов: холестерин, фукостерин, эргоста-7,24[28|- диенол, стигмастерин, 22-дегидрохолестерин, эргост-5-енол, эргост-8-9- диенол, 5а-эр госта-7,22-диенол, 245-эр госта-5,22-диенол [601.
Таким образом, в клетках представителей всех отделов водорослей и в среде, на которой они развиваются, обнаруживаются стерины и их производные, что свидетельствует о поступлении в воду евтрофных и подверженных «цветению» водорослями водоемов биологически активных соединений как по отношению к гидробионтам, так и к теплокровным организмам.
БИОЛОГИЧЕСКАЯ АКТИВНОСТЬЛИПИДОВ И ИХ ПРОИЗВОДНЫХ
Из предыдущих разделов видно, что качественный состав и количественные характеристики водорослевых липидов, как одного из важных компонентов органических соединений пресных и морских вод, чрезвычайноразнообразны. Поскольку липиды и их производные относятся к соединениям высокой реакционной способности, проявляющейся как внутри клетки, так и за ее пределами — на уровне экзометаболитов [220], особый интерес представляет изучение их биологической активности. Последняя в значительной мере связана с окислительными превращениями липидов, а также с их способностью образования соединений с нелипидными компонентами. Немаловажное значение имеет функционирование липидов в составе клеточных мембран, а также их связь с гормональными соединениями. Например, из красной водоросли Gracilaria lichenoides выделены даже простагландины PGE2, PGF2a в количестве 0,05—0,07 % к сухому веществу [447а]. Считают [447а], что это первый факт обнаружения простагландинов у растений. В связи с изложенным представляет интерес рассмотрение следующих аспектов:
выяснение биологической активности липидов и их производных, проявляющейся непосредственно в воде;
установление характера превращений липидов в воде и его последствий для формирования ее качества и жизнедеятельности организмов, обитающих в воде, и ее потребителей;
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe^rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe^rambler.ruопределение перспектив практического использования липидов водорослей в хозяйственной деятельности человека.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe^rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe^rambler.ru
Относительно биологической активности липидов в воде сведений немного, хотя их накопление и трансформацию связывают с рядом важнейших процессов формирования качества воды и функционирования гидробиоценозов [218, 219, 220, 2251. Доказана существенная роль липидных компонентов в формировании альгоценозов и смене доминирующих видов водорослей [226]. Найдено [220], что состав и количественные характеристики липидов водорослей во внеклеточных метаболитах, а также их окислительная активность (например, у Platymonas viridis, Chlorella vulgaris, Scenedesmus obliquus и др.) зависят от фазы развития водорослей и условий их выращивания. В частности, периоды замедления роста культуры вызывают резкое падение содержания в составе экзометаболитов стеариновой кислоты, скачкообразное повышение отношения олеиновой к стеариновой кислоте и падение окислительной активности экзометаболитов водоросли. Наоборот, в период ускорения роста отмечается резкое увеличение окислительной активности экзометаболитов, которая падает по мере старения водорослей. Более того, уже в стационарной фазе роста водорослей в среде накапливаются вещества, усиливающие процессы свободнорадикального окисления. Нарастание интенсивности этих процессов усиливается в стареющих культурах [249]. Колебания окислительной способности экзометаболитов связано как с изменением качественного состава и количественных соотношений липидов, так и с ангиокислительной активностью экзометаболитов водорослей. Найдено [119], что степень восстановленности органического вещества выделений водорослей возрастает по мере развития культуры.
Антиокислительное действие экстрактов из сухой биомассы Scenedesmus acutus доказано относительно аутоксидации свиного жира. Показано [499], что в концентрации 0,2 % стабилизирующее действие экстрактов водоросли соответствует фактору, равному 3,4 5,0 %; в концентрации 0,5 % стабилизирующий эффект составляет уже 5,5 9,2 %. Это свидетельствует о высокой ангиокислительной активности метаболитов водорослей, а также о важном значении соотношения окислительного и антиокислительного потенциала в регуляторных механизмах клеточного деления.
Показано прямое воздействие жироподобных соединений на рост водорослей [512]. Установлено, что липофильные органические соединения с молекулярной массой более 10 000 и более 500, накапливающиеся в воде евтрофных водоемов, оказывают негативное действие на рост водорослей. После их удаления из воды скорость роста культур зеленых и синезеленых водорослей увеличивается [512]. Это дает основание говорить о присутствии в озерной воде одновременно активаторов и ингибиторов роста, по-разному влияющих на развитие водорослей и сопутствующих микроорганизмов. Так, у зеленой водоросли V estella botryoides обнаружена [204] увеличивающаяся на свету антибактериальная активность липидных экстрактов клеток и среды, связанная с фракцией свободных жирных кислот.
Накапливаясь в культуральной жидкости при окислении углево-
дородов с короткой и средней цепью, жирные кислоты вызывают уменьшение выхода биомассы дрожжей. Это происходит за счет ингибирования жирными кислотами энерго-дающих и энерго-зависимых процессов в результате подавления транспорта анионов, уменьшения трансмембранного потенциала, активирования транспорта Н+ и связывания кислот с клеточными мембранами [482 а].
Сильным антибиотическим эффектом обладает и акриловая кислота, синтезируемая Phaeocystis pouchetii и представляющая собой низший гомолог ряда жирных кислот. Акриловая кислота ингибирует развитие микроорганизмов в пищеварительном аппарате зоопланктона и питающихся ими животных, включая рыб, млекопитающихся, птиц, в STOM числе и пингвинов [60], чем выполняет важную экосистемную функцию.
Жирные кислоты с антибактериальной активностью выделены и из диатомовой водоросли Phaeodactylum tricornutum. Найдено, что эту активность проявляют линоленовая и арахидоновая кислоты, а миристиновая и пальмитиновая кислоты ее не имеют [268]. Это свидетельствует, во-первых, об избирательности действия жирных кислот; во-вторых, открывает новые аспекты влияния липидов как биологически активных соединений на формирование бактерио- и альгоценозов.
Значительный интерес представляют превращения экзогенных липидов, в процессе которых значительно изменяется их биологическая активность [197]. Продукты экзогенной трансформации липидов и составляющих их компонентов оказываются в ряде случаев более реакционноспособными и биологически активными, чем исходные соединения. Например, глицериновый и гликолевый альдегиды токсичны для Ch lorel la vulgaris, Scenedesmus obliquus в отличие от их исходных продуктов. Важную роль играет способность липидов превращаться в соединения, {связанные с комплексом разносторонних процессов в клетках. Например, С16-тетраеновая кислота при окислении превращается в янтарную и малоновую, т. е. соединения связанные с циклом дикарбоновых кислот и являющиеся его важными составными компонентами.
Высокая реакционная способность липидов обусловливает и то обстоятельство, что эта группа соединений водорослей проявляет не только альго- и бактерицидный эффект, но и ихтиоцидную активность. Так, в частности, ихтиотоксин,выделенный из экстрактов Chaetomorpha minima, представляет собой смесь жирных кислот. Полученный и очищенный препарат убивал карпов за 120 мин при концентрации 50 X X 10-6 мг/л. В его составе обнаружены в основном Ci6-u (33 %), С1бч (12 %),С18:1 (14 %) и С18:2 (10 %)-жирные кислоты. Гидрогенизация их мало влияла на токсичность препарата, но гемолитическая активность снижалась вдвое. Считают [409], что в данном случае токсичность и ге политическая активность обусловлены свободными жирными кисло тами.
Обладают токсичностью и липополисахариды Spirulina platensis, содержащие ненасыщенные жирные кислоты, 3-оксимиристат и углеводы (гексозы, гептозы, октулозоновая кислота, глюкозамин). Эта токсичность выявлена в биотесте с мышами и составляет примерно 10 % 5*67
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaqwefilrambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaqwefilrambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaqwefilrambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaqwefilrambler.ru
к таковой у липополисахаридов Salmonella abortus [767]. Избирательной активностью, связанной с возникновением ряда аллергических заболеваний, отличаются и производные липидов зеленой водоросли Caulerpa lamourouxii [702]. Из водоросли выделены каулерпин, кау- лерпицин, пальмитиновая кислота, Р-цитостерин с примесью от 3 до 5 % холестерина. Выделен из каулерпы и тритерпен-тараксерол, с которым также связывают ее биологическую активность [702].
В плане рассмотрения аспектов биологической активности липидов немаловажное значение имеет также и их связь с гормональными соединениями. Хотя этот вопрос на примере водорослей исследован мало, некоторая информация получена. В частности, показано, что клетки Chlorella pyrenoidosa восстанавливают 4-андростен-З,17-дион в тестостерон, а также 17-ю карбонильную группу у других стероидов. Добавление к культуре водоросли андростендиона или дегидроизоандро- стерона вызывает через 168 ч бурный рост, а затем отмирание культуры, что связано с накоплением прогестерона (гормона плаценты желтого тела, мужских половых гормонов), который токсичен для хлореллы [450].
Активность указанных выше соединений по отношению к водорослям, возможно, связана с тем обстоятельством, что у некоторых представителей альгофлоры динен асыщенные кислоты могут играть регуляторную роль в процессе фотосинтеза, определяя структуру моногалактозилдиглицерина [105]. Нарушение фотосинтетической деятельности водоросли, в свою очередь, обусловит ее энергетическое истощение и отмирание.
Мы рассмотрели одну из сторон биологической активности липидов, связанную с их влиянием на гидробионтов растительного и животного происхождения. Не менее важное воздействие оказывают липиды и их производные на формирование качества природных тел не только в водоеме, но и на водозаборах. Разлагаясь в системах водоподготовки (фильтры, трубопроводы), водоросли образуют большое количество С16 и С18-жирных кислот. Например, при разложении 30 г сырого вещества Scenedesmus С1б:4-жирные кислоты, поступившие в воду, составили примерно 20 % их общего содержание в клетках. Общее количество жирных кислот в первые 24 ч инкубации составило 1,3 мг/л в растворенном виде и около 10 мг/л в осадке. Через 14 дней соответствующее содержание жирных кислот определялось в пределах 150 мкг/л и 17 мг/л. Через 300 дней разложения эти величины составляли соответственно 67 мкг/л и 60 мг/л.
Не только протококковые, но и зеленые нитчатые водоросли при разложении выбрасывают в воду большое количество жирных кислот. В частности, при разложении клеток Cladophora glomerata доминируют С14, С16, С18 и С20-жирные кислоты. Кроме них, имеются некоторые другие неидентифицированные кислоты [705]. Отмечено также удвоение количества пальмитиновой и стеариновой кислот (рис. 5).
Накапливающиеся в воде жирные кислоты окисляются и являются источником попадания в воду различных биологически активных соединений. Так, доказано, что ш-3- или ю-6-ненасыщенные жирные кислоты (например, а- у-линолевая, линоленовая, арахидоновая), окис-
Рис. 5. Образование жирных кислот при разложении водорослей в анаэробных условиях в течение 1 (а) и 300 (б) дней. Газожидкостная хроматограмма жирных кислот [по 705]Рис. 5. Образование жирных кислот при разложении водорослей в анаэробных условиях в течение 1 (а) и 300 (б) дней. Газожидкостная хроматограмма жирных кислот [по 705]Рис. 6. Изменение жирных кислот в природ-ной воде при развитии Hydrodictyon reticu-latum и при ее очистке фильтрацией:
Рис. 5. Образование жирных кислот при разложении водорослей в анаэробных условиях в течение 1 (а) и 300 (б) дней. Газожидкостная хроматограмма жирных кислот [по 705]
Рис. 5. Образование жирных кислот при разложении водорослей в анаэробных условиях в течение 1 (а) и 300 (б) дней. Газожидкостная хроматограмма жирных кислот [по 705]
а — исходная вода, б — после предварительно-го фильтра, в — после окончательного фильтра[по 705]
ляясь с помощью липогеназы, трансформируются в насыщенные соединения С5, Сб, С7, С8 или С10 и производные с моно- и диненасыщенны- ми связями (рис. 6).
При дальнейшей трансформации промежуточных продуктов С5- или С8-радикалов образуются альдегиды, или винилкетоны. Из этих соединений с помощью различных дигидрогеназ возникают соответствующие насыщенные альдегиды и кетоны, или насыщенные и ненасыщенные первичные и вторичные спирты. Ненасыщенные альдегиды имеют неприятный запах, который возникает у природной воды. Как видно из рис. 6 и табл. 9, спектр возникающих запахов достаточно широк, но все они в той или иной мере ухудшают качество воды, вызывают усложнение технологических схем водоподготовки и удорожание ее очистки. Как свидетельствуют данные [705], в воде водопроводов обнаруживается примерно 10 жирных кислот, причем пальмитиновая накапливается в достаточно высоких пределах (330 мкг/л); линолевая, 16 : 4 и 16 : 2-жирные кислоты встречаются в меньшем количестве. Линоленовая кислота не элиминируется, все другие удаляются фильтрованием только на 30—50 %, т. е. остаются в воде, поступающей потребителю.
Это дает основание считать, что попадание большого количества липидов и их производных в водоем и в воду на водопроводах в процессе жизнедеятельности и отмирания водорослей — процесс нежелательный как с точки зрения формирования качества воды, так и функционирования гидробионтов. Поэтому оптимальным вариантом устра-
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaqwe(76rambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaqwe(76rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaqwe(76rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaqwe(76rambler ru
нения негативных последствий их влияния является профилактика евтрофирования. В тех же случаях, когда оно уже имеет место, необходимо разрабатывать и использовать комплекс оздоравливающих и де- евтрофирующих мероприятий [2061, снижающих интенсивность развития водорослей до оптимальных пределов и тем самым защищающих водоем от избыточного накопления водорослевых метаболитов.
ПЕРСПЕКТИВЫ ПРАКТИЧЕСКОГО ПРИМЕНЕНИЯВОДОРОСЛЕВЫХ ЛИПИДОВ
Как уже отмечалось ранее, искусственный синтез природных липидных компонентов очень сложен и экономически нерентабелен. В то же время водоросли синтезируют многие липиды и их производные, которые, накапливаясь в воде, ухудшают ее качество, но будучи выделенными препаративно являются ценными природными соединениями.
Известно, что липиды сухопутных растений и животных очень бедны жирными кислотами с 4 изолированными двойными связями, а кислот с 5 и 6 двойными связями в них содержится в тысячи раз меньше, чем в липидах морского планктона. В то же время именно ненасыщенность сообщает жирным кислотам особые физиологические и биохимические свойства. В частности, с увеличением степени ненасыщенности усиливается гипохол естеринемическое, гиполинемическое и антикоагулянтное действие, а также эпител изир ующая активность полиеновых жирных кислот [601. С ненасыщенностью, очевидно, связано и защитное действие высших жирных кислот в отношении митохондрий и других субклеточных структур. Являясь предшественниками простагландинов в организме, полиненасыщенные жирные кислоты могут быть использованы для их получения в промышленных масштабах с помощью биосинтеза. Полиеновые жирные кислоты могут служить основой получения и ряда высокоактивных препаратов медицинского назначения (арахидена, внироена), стимуляторов продуктивности для животноводства, птицеводства и пушного звероводства [60], а также в качестве гербицидов и инсектицидов природного происхождения [47]. Хлорофилл-каротиновая паста как концентрат липидов синезеленых водорослей — возбудителей «цветения» воды в пресных водоемах проявила сильное ангифидантное и репеллентное действие против грызунов и вредных насекомых [197], что дает возможность говорить о перспективе ее широкого использования в сельском хозяйстве. Источником получения природных инсектицидов могут быть синезеленые водоросли, интенсивно развивающиеся в евтрофных водоемах до степени «цветения» воды. Интересны в этом отношении и другие водоросли. Например, из Lyngbya eastuarii получен препарат с гербицидной активностью — 2,5-диметил-додекановая кислота.
Перспективны в качестве источников ценных липидов и их производных морские водоросли. В частности, из Sargassum ringgoldianum, S. thunbergii, Eisenia bicyclis получают саргастерин, являющийся С20-эпимером фукостерина. P-Ситостерин впервые был обнаружен в зеленой водоросли Chaetomorpha crassa и уже давно проявил себя как нетоксический и эффективный препарат гипохолестеринемического
действия, способный нормализовать липидный обмен бальных атеросклерозом. Аналогичным физиологическим действием характеризуются и фукостерин, саргастерин.
Очевидный интерес представляет возможность химического превращения водорослевых стеринов, структурно близких к сапогенинам диоскореи, в промежуточные продукты, необходимые для синтеза прегненолона, кортикостероидов и половых гормонов, т. е. соединений высокой биологической активности [60] и ценных для лечебных целей.
Таким образом, водорослевые липиды и их производные относятся к числу перспективных источников важных лекарственных, биологически активных соединений, широкое использование которых еще практически не начато, но должно обязательно развиваться как по линии управляемого биосинтеза фототрофных организмов, так и за счет рациональной утилизации их природных запасов в евтрофных водорослях.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail DahutaaweftJrambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail DahutaaweftJrambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail DahutaaweftJrambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail DahutaaweftJrambler.ru
ГЛАВА 6
ИЗОПРЕНОИДЫ И УГЛЕВОДОРОДЫ
ИЗОПРЕНОИДЫ В СОСТАВЕ ЛЕТУЧИХИ АРОМАТИЧЕСКИХ ВЕЩЕСТВ ВОДОРОСЛЕЙ
В числе биологически активных метаболитов водорослей особое значение имеют летучие и ароматические соединения изопреноидной природы. Это связано с тем, что 1) летучие метаболиты как микроорганизмов, так и высших растений и водорослей характеризуются родовой и видовой специфичностью [341, 3841; 2) летучие и ароматические метаболиты обладают способностью к межфазным переходам, т. е. могут диффундировать из воды в воздух, из донных отложений и обрастаний в воду; 3) указанные соединения играют важную роль как в аллелопатических взаимодействиях в гидробиоценозах, так и в формировании запаха и вкуса воды.
Представители практически всех отделов водорослей образуют летучие и ароматические соединения различной химической природы (табл. 6). Часть этих веществ идентична и обнаруживается у разных водорослей в том или ином количестве. Другая часть этих соединений отличается значительной специфичностью и найдена лишь у отдельных представителей определенных отделов, классов и родов водорослей. Например, содержание легкокипящих фракций жирных кислот, терпенов и соединений, растворимых в феноле, было примерно одинаковым у исследованных представителей красных, бурых и зеленых водорослей [17, 723]. Близким набором летучих компонентов характеризовались зеленые и бурые водоросли, но у последних отмечено повышенное содержание н-валерианового альдегида. В то же время фурфурол обнаружен у зеленых и бурых водорослей, но не найден у красных [723]; у бурых и красных обнаружены типичные только для них спирты. Отличаются водоросли и по уровню накопления летучих метаболитов: у бурых и красных он выше, чем у зеленых [17, 723]; у зеленых — выше, чем у синезеленых [197].
В последние годы спектр идентифицированных летучих химических соединений водорослей значительно расширился: начали интенсивно изучаться их эфирные масла [197, 210]. Содержание последних у различных водорослей колеблется в достаточно больших пределах: например, у Ankistrodesmus на их долю приходится от 0,2 до 4,2 % сухого вещества, а у Scenedesmus — от 0,1 до 1,1 %; у Laurencia pin- natifida выход различных их компонентов, в частности винилацетиленов, колеблется от 0,0012 % до 0,05 % [197, 397]. Качественный состав
Изопрен Монотерпен Сесквитерпен Дитерпен Тритерпен Тетратерпен Политерпены
свн8——
С,пН1вПиненCioHieOКамфора
С;вН24БизаболенС1ВН2ВОНФарнезол
С»пНз2КамфоренС20Н29ОНВитамин А
СодНы)СкваленСз0Н49ОНАмирин
C4oHMКаротиныС40Н66О2Ксантофиллы
(С5Н8) пКаучук, гутта——
Таблица 6. Взаимосвязь изопреноидных соединений растений [723]
Класс терпенов
Пример углеводорода
Пример кислородсодержащего производного углеводорода
эфирных масел водорослей очень разнообразен [572, 573] и в значитель- ной мерс специфичен настолько, что может иметь таксономическое значение для идентификации отдельных видов. Например, на основании образования отдельных компонентов эфирных масел (проазуленов) и других физиологических характеристик несколько штаммов Anki- strodesmus отнесли к другому роду: A. stipitatus штамм 202-11 причислили к роду Ketatococcus и обозначили как К. bicaudatus, A. nannoselene штамм 202-6 отнесли к Kirchneriella, или Tetraelan- thos [573].
В составе эфирных масел ряда альгологически чистых культур и природных популяций синезеленых водорослей идентифицированы терпены и их производные, альдегиды, кетоны, различные спирты [197, 205, 210], р-фенилэтиловый спирт [171]. У различных штаммов Synecho- coccus найдены 6-метилгепт-5-ен-2-он, дегидроактинидиолид и тетр а - гидрогераниол-ацетон, характеризующиеся приятным запахом [705]. Из природных популяций Microcystis wesenbergii и культуры М. aeruginosa выделен Р-циклоцитраль с запахом табака [511]. Обнаружены различные компоненты эфирных масел и у других водорослей (табл. 7).
Весьма широкое распространение в числе биогенных летучих компонентов природных популяций водорослей получили 2-метилизоборнеол, диметилсульфид и другие сер у содержащие соединения, в значительной концентрации накапливающиеся в евтрофных водоемах — в эпилимнионе и над границей аэробной и анаэробной зон, в зонах разложения водорослей. Геосмин и 2-метилизоборнеол, вызывающие землисто-плесневые запахи воды, считают продуктами выделения синезеленых водорослей [493].
Образование ди метил сульфида (CH3)2S связывают как с развитием водорослей, так и с разложением их биомассы. Найден он в составе метаболитов Phalocystis poucheti (из Haptophyceae), причем его концентрация была достоверно связана с численностью водорослей (г до 0,96) и содержанием хлорофилла (г до 0,95) в юго-восточной части Баренцева моря.
Пахучие органические серусодержащие соединения идентифицированы в культурах Microcystis flos-aquae, Oscillatoria chalybia, Ana- baena sp. и в природных популяциях этих водорослей из оз. Касумигау- ра в Японии. Из гниющих синезеленых водорослей выделены: бутано-
ш J9]qiUBJ(y)9MDeinqEdцеш-э ^003-л9!Х ‘рид ^inquj Aq рэплГу ^ pauuBog
*Таблица?. Эфирные масла и другие Летучие соединения некоторых видов водорослей
Водоросли
Соединение
.Литературный источник
Зеленые
Scenedesmus acutus
Спирты: бутандиол, сукцинат, р-фенилэтиловый спирт, фар не-
[809]
S. acutus, штамм Tomaselli
8-Сесквитерпены, фарнезол, кетоспирт
Chlorella (12 видов), Ankistrodesmus, Scenedesmus
4-окси-4-метил-пентанон (диацетоновый спирт)
[810]
Эфирные масла, содержащие проазулены
[573]
Синезеле! ые
Calothrix brevissima (аксеничная культура)
В клетках: ланозол (2,3-дибром-4,5-диоксибензиловый спирт),
[654]
3,5-дибром-п-оксибензиловый спирт;
В фильтрате: 2,3,5-трибром-м-оксибензоальдегид и 2,3,5-три-
Планктонные
бром-п-оксибензиловый спирт, следы ланозола Геосмин, 2-метил изоборнеол
[493]
Диатомовые
Asterionella formosa, Stephanodiscus astraea, S. bin
1,3-октадиен, 1,3,5-октатриены, диметил сульфид
[705]
deranus, S. hantzschii, Diatoma elongatum, Fragila- ria crotonensis, Nitzschia actinastroides, Scenedes
mus acutus, Fandorina morum, Cryptomonas ovata
Красные
Chondrococcus hornemanni
Галогенизированный мирцен (С10Н15С12Вг2)
[324]
Plocamium sp., Desmia hornemann
Алифатические галокетоны, галогенизированные монотерпены,
Laurencia sp.
обладающие токсичностью и биологической активностью Сескви- и дитерпены
Laurencia pinnatifida
Винилацетилены: (6/?, 7/^-3-^«с-9-^ис-12-^/^-6-ацетокси-7-хлор-
[397]
пентадена-3,9,12-триен-1-ин (С17Н2зС1О2); цис- и транс-пин-
натифидины (С1бН20ВгСЮ)
Винилкетоны: родофатин, хондриол
Динофитовые
Prorocentrum minimum
р-Дикетон-1 -(2,6,6-тр иметил-4-оксициклогексенил)-1,3-бутанди- он
[723]
Рис. 8. Бромированные терпеноиды водорослей из рода Laurencia: / — кокциндиол, 2 — обтусадиол, 3 — пацифенол# 4 — перфорен
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:oahutaawe(?Jjrambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:oahutaawe(?Jjrambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:oahutaawe(?Jjrambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:oahutaawe(?Jjrambler.ru
У Dictyopteris prolifera, D. undulata, D. divaricata в числе компонентов эфирных масел найдены [512 а] СПН18, С15Н30 и 3 изомера С15Н24, эктокарпен, а-копаен, Р-кубенен, б-кадинен, а также диктиоп- терины А, В и С, представляющие собой [(+) • (/?, КутрансЛ-(транс, гекс-Г-енил)-2-винилциклопропан], [(—) • (R, Цутранс-\-(транс- цмс-гекса-Г, 3'-диенил)-2-винилциклопропан] и [(—) • (7?)-6-бутил- циклогепта-1,4-диен]. Главными компонентами эфирных масел водорослей были диктоиоптерины А и В: у D. prolifera их доля составляла соответственно 65 и 10 % эфирного масла, у D. undulata — 69 и 9 %. Эти вещества выполняют функции соединений-аттрактантов для мужских гамет бурых водорослей [512а].
Из водорослей семейства Plocaminaceae выделен ряд биологически активных монотерпенов: 1,5,7-октатриены (Plocamium sandvicense), 1-бром-1,5-диены (Р. oreganum), 1-дебром-1,5-диен-1- и 2-винил-1,5- диметилциклогексаны (Р. cartilagineum). Большим разнообразием характеризуются бромированные терпеноиды из различных видов рода Laurencia — лаурен, спиролауренон, пацифенол, кокциндиол, ириеол А, перфорен, обтусадиол и другие (рис. 8), в большинстве принадлежащие к группе хамитрена. Например, у Laurencia папа выделены 2 новых изомерных иодсодержащих ароматических сесквитерпена: 10- бром-7-окси-11-иодлаурены общей формулы C15H18BrJO, а также их производные — 10-бром-7,12-диокси-А2,3-лаурен (С15Н19ВгО2) и 10- бром-7,12-диокси-Д2,3-диацетиллаурен (С19Н23ВгО4) [493а].
Как видно из данных табл. 8, набор изопреноидных соединений водорослей достаточно обширен и непрерывно пополняется, хотя изучение летучих метаболитов водорослей задача очень трудная. Это определяется не только сложной структурой самих соединений, их лабильностью и низкими концентрациями накопления в клеточной массе и
Таблица 8. Наиболее интересные изопреноидные соединения морских водорослей \60, 435, 648]
Терпеноид
Формула
Источник выделения
Содержание, % сухой массы
Зонарен
С16Н24
Dictyopteris zonarioides
0,04
Таондиол
C27H40O3
Taonia atomaria
0,07
Препацифенол
С15Н21О2ВГ2С1
Laurencia filiformis
0,3
Оппозитол
Б15Н25ОВГ
L. subopposita
0,1
Виолацен
С10Н4зВгС14
Plocamium violaceum
0,07
Нидифицен
С15Н23ВГ2С1
Laurencia nidifica
0,06
Нидифидиен
С16Н22ВгС1О
»»
0,08
Элатол
С1бН22ВгС1О
L. elata
0,8
Перфоратон
Ci5H22OBr2
L. perforata
—
Оксикринол
С14Н24О2
Cystoseira crinita
0,43
Неолауринтерол
С15Н19ОВг
Laurencia okamurai
од
Изоаплизин
С15Н10ОВг
»»
0,2
Перфоренол
С15Н23О В г2С1
L. perforata
0,00025
Хондроколактон
С8Н8О2ВгС1
Chondrococcus hornemanni
—
Селинан
Атомаровая кислота
С14Н22ОВгС1 Трициклическая дитепеновая кислота
Laurencia sp.
Taonia atomaria
0,02
Каулерпенин
С19Н28О4
Caulerpa bikinensis
-—
Онхидаль
Ci5H20O2
»»
—
10-Деброменидерол
С15Н23О3
»»
воде, но и присутствием в среде бактерий, грибов, актиномицетов и других организмов, в тесных ассоциациях с которыми водоросли развиваются в природных популяциях. Например, в клетках 64 из 73 испытанных штаммов грамположительных бактерий найден изопреноид сквален, предшественником которого является мевалоновая кислота [804]. Летучие биологически активные соединения обнаружены и в числе метаболитов более 100 культур различных микроорганизмов [229].
Из оз. Касумигаура (Япония) выделены 6 культур актиномицетов, отнесенных к роду Streptomyces, продуцирующих 2-метилизоборнеол, геосмин (у 4 штаммов), придающие воде неприятный затхлый запах [804], причем максимальная скорость образования геосмина достигала 15 мкг/л, 2-метилизоборнеола — 17 мкг/л при pH 8 и 25 °C. Акти- номицеты — продуценты ароматических соединений с плесневым запахом — обнаружены и в бассейне р. Брод (США) [689].
Таким образом, несмотря на значительные методические трудности проведения работ по выяснению природы летучих и ароматических метаболитов водорослей, наши сведения о них непрерывно пополняют-
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.nahutaaweifiJrambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.nahutaaweifiJrambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.nahutaaweifiJrambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.nahutaaweifiJrambler.ru
ся. Однако этот процесс идет достаточно медленно. Расширение сферы поиска и идентификацию выделяемых веществ по правутможно отнести к числу наиболее актуальных задач не только прикладной альгологии, но и органической химии, фармакологии, микробиологии и биохимии природных вод.
БИОЛОГИЧЕСКАЯ АКТИВНОСТЬ ИЗОПРЕНОИДОВ,ГЕТЕРОЦИКЛИЧЕСКИХ И АРОМАТИЧЕСКИХ
СОЕДИНЕНИЙ ВОДОРОСЛЕЙ
Выделяемые водорослями метаболиты этой химической природы характеризуются значительной биологической активностью. С одной стороны, это объясняется характерным для них фитоорганическим фоном: в отличие от высших растений, фитоорганический фон которых представлен спиртами, фенольными соединениями, терпенами, эфирами, альдегидами и карбоновыми кислотами [133], летучие метаболиты водорослей представлены значительно более богатым набором соединений [197]. С другой стороны, этому способствуют их нахождение в воде как универсальном растворителе и трансформация под влиянием кислорода, pH и Eh среды, сопутствующих химических соединений и биологических факторов.
К числу наиболее реактивных соединений относятся терпены и их производные: они легко трансформируются и превращаются из одного соединения в другое. Например, предшественник дитерпеноидов (замещенных толухинонов и толугидрохинонов) 2-геранилгераниол-б-то- лугидрохинон превращается в 2-геранил-8-толухинон, 6-токотриено- лэпоксид, пентациклический дитерпеновый диол-таондиол, изотаон- диол, эпитаондиол, стиподиол, эпистиподиол, атомаровую кислоту [436]. Р-Фенилэтиловый спирт образуется из L-фенилаланина двумя путями: через промежуточное образование транс-коричной кислоты или фенил ацетальдегид а. Сам спирт легко глюкозидируется до P-D-глюкози- да, который является транспортной формой его у растений [30]. Под влиянием микробиологического фактора борнеол превращается в камфору, камфолитолактон, 2,6-дикетокамфан; фарнезил- и неролидил- пирофосфаты в циклонеродиол, т. е. в циклический сесквитерпеноид, причем этот процесс идет даже в бесклеточных экстрактах микроскопических грибов за счет действия ферментов [327].
Поскольку продуцируемые водорослями летучие биологически активные вещества служат средством взаимодействия в микробных сообществах, большинство выделяемых метаболитов проявляют ростин- гибирующее и бактерицидное действие, стимулирующий эффект встречается в 6—8 раз реже [229]. При этом важно отметить, что спектры действия организмов и их чувствительность к метаболитам штаммоспецифичны, а комплекс выделяемых летучих метаболитов зависит не только от концентрации отдельных органических компонентов, но и от продуктов жизнедеятельности других микроорганизмов.
Существенное влияние на рост и размножение водорослей оказывает Р-фенилэтиловый спирт. При добавлении последнего в концентрации 8,4 мМ к суспензии апланоспор уменьшаются их автотрофный рост, 78
синтез ДНК, образование хлорофилла примерно на^90 %. Клеточное деление прекращается примерно уже при 4,2 мМ спирта, при этом клетки достигают размеров контрольных, но апланоспор не образуют. При добавлении к апланоспорам 21 мМ спирта на 1 л среды рост водорослей полностью прекращается через 2—3 ч, скорость фотосинтеза снижается на 70 % независимо от интенсивности света. Эндогенное дыхание стимулируется спиртом в концентрации до 13 мМ, а при более высоких концентрациях угнетается. Считают [5391, что £-фен ил этиловый спирт подавляет прежде всего фотосинтез и дыхание водорослей. Однако действие его значительно шире. Например, установлено [770], что Р-фенилэтиловый спирт в концентрации от 0,15 до 0,2 % подавляет индукцию щелочной фосфатазы у бактерий (при 0,15 %-ной на 90 %, 0,2 %-ной — полностью). Поскольку торможение активности фермента было обратимым и индукция его возобновлялась при переносе культуры в среду без фенилэтилового спирта, считают, что последний вмешивается в процесс образования активного димера щелочной фосфатазы из неактивных субъединиц, но, вероятно, не влияет на синтез субъединиц в клетке.
Не менее важное значение для метаболизма клеток водорослей играет влияние тритерпеноида сапонина в концентрации 26—120 мкМ на спектральные свойства фитохрома на свету [547]. Учитывая, что фитохром связан с биологическими часами живых организмов, влияние метаболитов на его спектральные свойства, обусловливающее сдвиг максимума поглощения с 669 на 658 нм и изменение его интенсивности, оказывают очень существенное воздействие на жизнедеятельность биологических систем. Терпеноиды (Р-пинен, Д3-карен, транс-2-гексе- нал, пента-, гекса-, гепта-, окта- и нонанал) и летучие альдегиды влияют на превращение углеводов и осмотические характеристики растительных клеток [414].
Летучие метаболиты Caulerpa bikinensis токсичны для рыб в концентрации 5—10 мкг/л, а также для яиц морского ежа (ЛД50 последних составляла 1—2 мкг/мл), при этом токсичность, обусловленная терпенами, может сохраняться весьма долго. Например, почва, насыщенная терпенами шалфея (Salvia leucophylla), сохраняла токсичность 2 мес [619].
Не меньшую биологическую активность проявляют изопреноиды, алифатические и гетероциклические соединения морских водорослей. Многие из них являются естественными гербицидами, биотоксинами, антибиотиками и фунгицидами. Например, пахидиктиол А обладает антибиотической активностью и ингибирует рост Staphylococcus aureus. Аналогичная активность по отношению к Staphylococcus aureus, Mycobacterium smegmatis отмечена и у лауринтерола из Laurencia intermedia и L. nidifica. Значительное фунгицидное действие проявляет ряд бромированных терпеноидов из различных видов лаурен- ций [60].
Сильным бактерицидным и фунгицидным действием характеризуются гетероциклические метаболиты морских водорослей — галоидированные лактоны с различной длиной и структурой боковых цепей. Бактерицидный эффект по отношению к ряду микроорганизмов (Bacillus
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail DahuiaciwetarambhScanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail Dahuiaciwetarambh
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail Dahuiaciwetarambh
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail Dahuiaciwetarambh
subtilis, Staphylococcus pyogenes, S. aureus) и грибов (Monosporium apiospermum, Geotrichum sp.) в концентрации 100 мкг/мл и выше проявляет ряд кетонов водорослей— 1 -иод-3,З-дибром-2-гептанон, 1, 1, 3, З-тетрабро-2-гептанон и производные фарнезилацетона из Bonnema- isonia hamifera. В большом количестве фарнезилацетонэпоксид и близкий к нему дион (до 1 % сухого вещества) содержится у Cystophora moniliformis, а также накапливается в половых железах питающегося водорослями краба Carcinus maenas. Хотя последний этих соединений не синтезирует, они выполняют у него важные гормональные функции [601. Этот факт представляет значительный не только научный, но и практический интерес, свидетельствуя о прямой связи метаболитов водорослей с гормональными системами организмов других трофических уровней.
Бактерицидной и нейротропной активностью обладают и полигало- идные кетоны Asparagopsis taxiformis. Предполагают [60], что эта группа соединений играет роль предшественников в биогенезе многих биологически активных веществ гидробионтов. Полигалоидные соединения алифатического ряда (их выделено более 40 из Asparagopsis taxiformis) обладают сильной противомикробной активностью. В их числе идентифицированы [601 бромоформ (СНВг3), дибромхлорметан (СНС1Вг2), хлорбромиодметан (CHClBrI), трииодметан (СН13), четы- рехбромистый углерод (СВг4), тетрабромпропен (С3Н2Вг4), трибром- хлорпропен (С3Н2Вг31), цш>1,1,3,4-тетрабромбут-3-ен-2-он, ^ис-3,4-ди- бромбут-З-ен-2-он, ^ис-1,3,4-трибромбут-3-ен-2-он, 3,3-дибромакролеин и др.
Значительную биологическую активность проявляют и другие летучие метаболиты водорослей. Так, диметил сульфоксид ингибирует электронный транспорт в содержащемся в цитохромах железе, чем ингибируется каталитическая активность цитохромоксидазы [358]. В этом случае происходит нарушение окислительно-восстановительных процессов в клетке, которое неизбежно приводит к ее энергетическому истощению.
Большое влияние ароматические метаболиты водорослей оказывают на качество воды. Как видно из данных табл. 9, продуцируемые водорослями вещества придают природной воде различные запахи. Например, уже при 400—800 кл/мл Asterionella formosa возникает в воде землистый запах, при 1600 кл/мл появляется гераниевый запах, в массовом количестве — рыбный запах [705]. В США в 902 случаях биологических помех на водопроводах A. formosa описана как организм — продуцент неприятных запахов. При евтрофировании водоемов и повышении содержания фосфора в воде ароматичность водорослей усиливается. Повышение ароматичности отмечено и при падении содержания в воде кремния, поскольку между его содержанием в клетках и образованием октадиена отмечена тесная отрицательная корреляция [705].
Ароматизируют воду и летучие метаболиты Microcystis aeruginosa: декадиенолы придают воде навозный запах, р-ионон — запах фиалки, октадиен и октатриен являются источником гераниеподобного запаха. Особый интерес представляет октатриен A. formosa. Эта водоросль образует его в 100—1000 раз больше, чем Fucus serratus, у которого
Таблица 9. Пороговые концентрации для воды и характеристики запахов некоторых важнейших ароматических соединении \/ио\
Формула
Название
Запах
Пороговые концентрации для воды, МКГ/КГ
ОС
JIP-Ионон
Фиалкоподобный
0,007
^^^О
^-Циклоцитраль
Табачный
Не определена
6-Метилгепт-5-ен-2-ев
[ Плодовый
50
Гексанал
Зеленых яблок
4,5
/пранс-Окт-2-енал
Прогоркло- 4 кислый
Окт-1-ен-З-он
Грибной
0,005
ОН
Окт-1-ен-З-ол
»
0,9
транс-цис-^ ,4- Декадианал
Рыбнозатх- 0,07 лый
2-Метил изобор неол
Затхло-за' плесне
0,042
вевший
Z'OH
(
)Н
Геозмин
Землистый0,015
СНз-S-
-S-CH3
Диметилдисульфид
Сернистый0,2
Н3С\
ЬГ
Триметиламин
Селедочный Не определена
<^н3
6-2921
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail :nahutaa weird ram bl er.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail :nahutaa weird ram bl er.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail :nahutaa weird ram bl er.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail :nahutaa weird ram bl er.ru
данное соединение играет роль полового гормона. Биологическая активность октатриенов (С8-алкенов) открывает новые перспективы их получения (при массовой культуре водорослей) и использования этого типа соединений.
Летучие метаболиты водорослей оказывают влияние и на самые различные метаболические процессы. Например, Р-ионон, геранилацетон, метилгераниат и 1,2-дигидро-1,1-6-триметилнафталин в концентрации 10 мг/л тормозят рост водорослей Synechococcus штамм 6911, Nannoclo- ris coccoides, Anabaena variabilis, Cyanidium caldarium. Геранилаце- тон оказывает специфическое ингибирующее влияние на синтез каротина: он тормозит переход фитофлуена к Р-каротину. Ароматические вещества из Microcystis вызывают головную боль у человека, находящегося вблизи водоема, подверженного «цветению» воды [7051. р-Ионон, нор каротиноиды, мети л гептенон, геранилацетон, дигидротриметилнаф- талин угнетают жизнедеятельность бактерий — их дыхание, рост, образование пигментов.
Таким образом, изопреноиды, гетероциклические, ароматические, серусодержащие метаболиты водорослей обладают значительной и поли- функциональной биологической активностью. Выполняя важную средоформирующую функцию и обладая межфазным и трансмембранным переходом, они оказывают существенное влияние на активность важнейших ферментов, синтез нуклеиновых кислот, пигментов, дыхание и фотосинтез организмов-реципиентов, чем практически определяют их видовое разнообразие, численность, накопление биомассы, положение в гидробиоценозе, т. е. являются своего рода химическим регулятором взаимоотношений водорослей, микроорганизмов и животных в водной среде.
Не менее важное значение эти соединения играют в формировании качества природных вод не только в водоеме, но и при водоподготовке. Реагируя с хлором, используемым в качестве обеззараживающего реагента в системах водоподготовки, эти вещества дают ряд еще более биологически активных соединений, в том числе и канцерогенов. Это фактически определяет биологическую полноценность воды для потребителей.
Бактерицидная, фунгицидная, инсектицидная, пестицидная, нейротропная (обезболивающая) и другие виды биологической активности метаболитов водорослей представляют значительный интерес для фармакологии, медицины, сельского хозяйства и других отраслей хозяйственной деятельности человека. Успехи в развитии промышленного культивирования различных видов водорослей создают реальные предпосылки для использования управляемого биосинтеза этих соединений в контролируемых условиях.
КАРОТИНОИДЫ И ИХ УЧАСТИЕВ ФОРМИРОВАНИИ КАЧЕСТВА ВОДЫ
В числе биологически активных соединений водорослей значительный интерес представляют каротиноиды. Об этом свидетельствуют: 1) большое разнообразие и специфичность последних у водорослей, тесная связь каротиноидов со световыми реакциями клеток, процессами раз- 82
множения и окислительного метаболизма [217]; 2) функциональная активность 0-каротина как провитамина А и его внутриклеточного превращения в витамин; 3) экзогенная окислительная трансформация каротиноидов в разнообразные ароматические и биологические активные соединения — p-циклоцитраль, Р-ионон, нейроспорин и др. [512, 705], накапливающиеся в воде и оказывающие влияние на формирование ее качества.
По химическому составу каротиноиды входят в группу изопреноидов и представлены звеньями изопрена С5Н8 (тетратерпены). Наличие у каротиноидов сопряженных двойных связей, ненасыщенных цигло- гексеновых колен на концевых участках молекул, идентичных у одних (например, у p-каротина, ликопина, зеаксантина) или различных у других (например, у а-каротина, лютеина, эхиненона и др.), обусловливает способность этих соединений к окислительным и фотохимическим превращениям.
В зависимости от химического состава каротиноиды разделяют на две группы: каротины, являющиеся углеводородами общей формулы С40Н56, и ксантофиллы — кислородсодержащие производные каротинов, общей формулы С40Н56О2.
Каротины водорослей, как и высших растений, немногочисленны и представлены 4 изомерами: <х,р,у, е-каротинами. Биологически наиболее активным является трансизомер Р-каротин, накапливающийся у водорослей в виде различных стероизомеров. Например, это установлено у различных штаммов Dunaliella salina [69], чьи каротиноиды изучены достаточно полно.
Ксантофиллы водорослей обычно более многочисленны, специфичны, но сравнительно мало изучены [17, 58, 217]. Как видно из данных табл. 10, у водорослей различных отделов точно неизвестен даже качественный состав каротиноидов. Это объясняется, по-видимому, не только трудностями получения бактериально чистых культур водорослей, необходимых для точной идентификации отдельных каротиноидов, но и разнообразием последних у различных представителей даже одного и того же отдела (табл. 10).
Различия в качественном составе и количественных показателях содержания отдельных каротиноидов тесно связаны с биологическими особенностями организмов, степенью их эволюционной продвинутости, а также влиянием ряда экологических факторов. Например, зеленые водоросли из порядков Cladophorales, Sphaeropleales, Chlorochytri- ales, Dasycladales, Siphonocladales, Derbesiales, Codiales, Caulerpales, Dichotomosiphonales содержат основные каротиноиды, известные для других Chlorophyta а- и Р-каротины, лютеин, виолаксантин, неоксан- тин. Первые два порядка (за исключением некоторых видов Cladophora и Dasycladales) содержат только каротиноиды, известные для всех других водорослей. В пределах порядка Siphonocladales у части родов — Valonia, Boodlea, Blastophysa — имеется сифоноксантин. У истинно сифоновых (Derbesiales, Codiales, Caulerpales, за исключением Caulerpa filiformis) сифоноксантин и сифонеин являются типичными пигментами. В порядке Dichotomosiphonales этерификация сифоноксантина закончена и здесь присутствует только сифонеин [534].
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaawe®rambler.ru
Таблица 10. Важнейшие каротиноиды
Каротиноиды
Синезеленые
Красные
Криптофито- вые
Дниофитовые
Каротины
а-Каротин
—
+-
+
—
Р- Каротин
+
+
—
у-Каротин
—
—-
-—
—-|-
в-Каротин
+
—
+-
—
Ксантофиллы
Афаницин (ксантоксантин)
+
Афанизофилл
+
Антераксантин
—
+-
—.
Аллоксантин
—|—
Астаксантин
—
—
—
Виолаксантин
Вошериа ксантин
—
+?
—
—
Гетероксантин
Диадиноксантин
■|
Диатоксантин
——
—
+
+-
Зеаксантин
+
-j—
+
Диноксантин
—
+
Кантаксантин Крококсантин
+
+
а-Криптоксантин
+
+
Лютеин
Ликопин
+
—
—•
Миксо ксантин (афанин, эх инион)
+
—
—
Миксокса нтофилл
+
—
—
—
Мутатохром Монадоксантин
+
+
Микронон Неоксантин Неофукоксантин
+
+?
—
Неоперидинин
+
Осцилло ксантин
+
—
——
Перидинин
—
+
Пирроксантин
Сифо но ксантин Сифо ней н
—
—
—
—
Фукоксантин
—
-+
-4-
+-
Флавацин
+
—
Флавоксантин
—-
4-Кето-З-гидрокси-р-каротин Кето-каротиноид
Триоксиксантрофилл (мороксантин)
+
Мутатоксантин
Неизвестные каротиноиды
+
+
4-Кетомиксокса нтофилл Тараксантин
+
+
Аурохром
+
Ауроксантин
+
Физоксантин (изомер криптоксантина)
р-Криптоксантин
1
+
Условные обозначен
и я: (4") — наличие каротиноида; (—)
— отсутствие
обнаруживается, другими нет; (4-У) -
— идентификация пигмента
требует уточнения; (У) —
84
Хризофито- вые (золотистые)
Ксантофито- вые (желто- зеленые)
Диатомовые
Бурые
Хлоромона- дофитовые
Эвгленовые
Зеленые
водорослей различных отделов
каротиноида: (Ч—) — обнаруживается не у всех видов отдела; (Н — одними авторами присутствие не доказано; (4X) *- появляется и исчезает под влиянием условий среды*
Scanned & Divued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail, oahutan we® ram bl er.ruScanned & Divued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail, oahutan we® ram bl er.ru
Scanned & Divued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail, oahutan we® ram bl er.ru
Scanned & Divued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail, oahutan we® ram bl er.ru
Представители красных водорослей способны синтезировать бициклические каротиноиды, принадлежащие к а- и 0-типам, а также ксантофиллы, которые являются [311] моно- и дигидропроизводными а- и 0-каротиноидов. В целом каротиноиды красных водорослей похожи на каротиноиды зеленых, однако у красных они не так сильно окислены, как у зеленых.
Типичными для Cryptophyceae, Haptophyceae и Xanthophyceae является преобладание ацетиленовых каротиноидов, при этом диадино- ксантин, фукоксантин (С40Н54О6) найдены в слоевищах бурых и диатомовых водорослей, а также свойственны классу Haptophyceae, однако Coccolithus из этого же класса содержит неизвестный каротиноид и не имеет фукоксантин [630]. У синезеленых водорослей отсутствуют а-каро- тин и его производные, а также эпоксикаротиноиды [33], что коррелирует с отсутствием у этих водорослей ксантофиллового цикла. Типичным представителем эпоксиформ, защищающих хлорофилл от фотоокисления, может быть виолаксантин (С40Н56О4).
Различия в составе каротиноидов водорослей также могут быть вызваны световым и температурным режимами, условиями питания, наличием в среде органических соединений и др. Так, у Euglena gracilis на свету образуется неоксантин, который в темноте отсутствует. При этом синтез неоксантина идет с восстановлением фотосинтезирующего аппарата темновых клеток [551] у Haematococcus pluvialis HChlamydomonas nivalis, обусловливающих покраснение снега («кровавый снег» и «кровавый дождь»); красный цвет вызывается образованием кето-каротино- ида, который накапливается при недостатке азота и разложении хлорофилла 1356]; у зеленых водорослей Selenastrum gracile, Chlorella fusca наоборот, при недостатке азота возникает форма, неспособная синтезировать вторичные каротиноиды (астаксантин, кантаксантин). При выращивании зеленой водоросли Dictyococcus cinnabarinus в среде с углеводами (глюкоза, галактоза, фруктоза, манноза, сахароза или лактоза) в клетках активно синтезируются кето-каротиноиды — до 80 % общего количества и отсутствует неоксантин.
Перечисленные выше факторы и обусловливают то обстоятельство, что даже у различных видов одного и того же отдела водорослей качественный состав каротиноидов отличается (табл. 10). Весьма в значительных пределах изменяются и количественные характеристики содержания каротиноидов в клетках водорослей. Например, у зеленых водорослей Chlorococcum, Spongiochloris, Spongiococcum, Chlorella, Cocco- myxa, культивируемых в гетеротрофных условиях, выход каротиноидов колебался от 33—70 до 109—160 мг/л [190], а максимальная концентрация 0-каротина (22—25 мг на 1 г сухого вещества) у Dunaliella salina отмечена на 7-й день роста при 12 000 лк и температуре 35 °C. Содержание 0-каротина в клетках Aphanizomenon flos-aquae достигает 1,61 мг % [361; в клетках Draparnaldia baicalensis — 15,06—19,42 мг %. У зеленых нитчатых водорослей (Cladophora glomerata, С. fracta и др.) содержание каротиноидов колеблется в пределах 0,54— 1,68 % в зависимости от биотопа нахождения в водоеме. Весьма различаются по количественному содержанию в клетках и другие каротиноиды. Например, у Euglena rubida [3551 0-каротин составляет 3,8 % об-
щего содержания каротиноидов, у-каротин -— 0,2, криптоксантин — 0,3, антераксантин — 1,1, мутатоксантин — 25,2, виолаксантин, нео- ксантин — 0,6, а на долю астаксантина приходится 68,5 % суммы каротиноидов [6301.
Количественные характеристики каротиноидов изменяются не только в зависимости от биологических особенностей видов, но и от условий и темпов их роста. В частности, содержание каротиноидов в клетках Euglena gracilis var. bacillaris в темноте составляет лишь 7,5 % количества этих пигментов при выращивании на свету [551]. При снижении в среде содержания магния повышается содержание каротина в клетках Dunaliella salina Teod. [152].
Увеличение биомассы D. salina сопровождается уменьшением содержания каротина в клетках [152]. Введение в среду ряда органических соединений (натрия ацетата, диметилглиголя, диметилвинилкар- бинола, диметилдиоксана и др.) положительно влияет на образование каротина D. salina при росте на естественной рапе [70]. При повышении температуры выращивания Anacystis nidulans в клетках увеличивается содержание ^-каротина, эхиненона, кантаксантина, мик- соксантофилла, 4-кетомиксоксантофилла и особенно эхиненона и гликозидов [455].
Таким образом, приведенные выше материалы свидетельствуют о том, что водоросли характеризуются достаточно высоким содержанием разнообразных каротиноидов, которые не только участвуют в важнейших метаболических процессах клетки — транспорте и выделении кислорода в фотосинтезе через ксантофилловый цикл [217], в поглощении лучистой энергии у глубоководных форм и передаче се на другие пигментные системы клеток, защите хлорофилла от фотоокисления, процессах размножения и функционировании биологических часов организмов, но и сохраняют свою активность при внеклеточных превращениях. В связи с обитанием большинства видов водорослей в природных водах нас интересует не столько метаболическая роль каротиноидов внутри клеток, сколько их внеклеточная биологическая активность. Это обусловлено, с одной стороны, связью каротиноидов с гликозидами, т. е. химическими веществами высокой физиологической активности, с другой — их внеклеточной трансформацией под влиянием окисления. Как известно, у синезеленых водорослей — основных возбудителей «цветения» воды евтрофных водоемов и зеленых (например, хламидомонады — гликозид кроцин) обнаружены каротиноидные гликозиды. Подобные соединения не найдены у высших растений, за исключением гликозида кроцина , но имеются у бактерий. В частности, миксоксантофилл и осциллоксантин представляют собой гликозиды: миксоксантофилл является 1,2-дигидро-3\4'-дидигидро-3,Г-дигидро- окси-у-каротин-2,1-гликозид, где в качестве углеводного компонента
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaawe® rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaawe® rambler.ruРис. 9. Образование нор каротиноидов в воде путем окислительного расщепления 0-каротина в период массового развития водорослей [705]:Рис. 9. Образование нор каротиноидов в воде путем окислительного расщепления 0-каротина в период массового развития водорослей [705]:/|— р-каротин, 2 — р-циклоцитр аль# 3 — р-ионон, 4 — бутенилидентриметилциклогексен;5 — 1,2-дигидро-1.1,6-триметилнафталин; 6 — 6-метил-5-гептен-2-он; 7 — герани л ацетон;8 — метилгераниат; 9 — Р-зеакаротин (нейроспорин, ^-каротин. фитофлуен, фитоен)/|— р-каротин, 2 — р-циклоцитр аль# 3 — р-ионон, 4 — бутенилидентриметилциклогексен;5 — 1,2-дигидро-1.1,6-триметилнафталин; 6 — 6-метил-5-гептен-2-он; 7 — герани л ацетон;8 — метилгераниат; 9 — Р-зеакаротин (нейроспорин, ^-каротин. фитофлуен, фитоен)
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaawe® rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaawe® rambler.ru
Рис. 9. Образование нор каротиноидов в воде путем окислительного расщепления 0-каротина в период массового развития водорослей [705]:
Рис. 9. Образование нор каротиноидов в воде путем окислительного расщепления 0-каротина в период массового развития водорослей [705]:
/|— р-каротин, 2 — р-циклоцитр аль# 3 — р-ионон, 4 — бутенилидентриметилциклогексен;
5 — 1,2-дигидро-1.1,6-триметилнафталин; 6 — 6-метил-5-гептен-2-он; 7 — герани л ацетон;
8 — метилгераниат; 9 — Р-зеакаротин (нейроспорин, ^-каротин. фитофлуен, фитоен)
/|— р-каротин, 2 — р-циклоцитр аль# 3 — р-ионон, 4 — бутенилидентриметилциклогексен;
5 — 1,2-дигидро-1.1,6-триметилнафталин; 6 — 6-метил-5-гептен-2-он; 7 — герани л ацетон;
8 — метилгераниат; 9 — Р-зеакаротин (нейроспорин, ^-каротин. фитофлуен, фитоен)
выступают рамноза и гексоза. Осциллоксантин является 1,Г-ди- гидроокси-2,2-ди-Р-а-рамнозил-1,2,Г,2-тетрагидро-3,4,3',4,-тетрагидро- 3,4,3', 4'-тетрагидроликопин.
Существенным превращениям подвержены каротиноиды при попадании из клеток в воду. Как жирорастворимые соединения, каротиноиды находятся в липидных компонентах хлоропластов, и в воде нерастворимы, но продукты их окислительной трансформации растворяются в воде. Наиболее полные данные по этому вопросу находим в работе [512], посвященной процессам трансформации каротиноидов в воде в связи с ароматичностью и изменением ее вкусовых характеристик в период массового размножения отдельных видов водорослей до степени «цветения» воды. Доказано, что источником углеродных скелетов ряда ароматических соединений водорослевого происхождения, как правило, являются изопрены.
Например, источником приятных ароматических соединений служат норкаротиноиды как продукты деструкции каротиноидов и выделений водорослей (рис. 9). Важным ароматическим компонентом этого рода может быть Р-ионон, который уже в очень маленькой концентра- 88
ции (табл. 10) придает воде приятный аромат фиалки. Продукт дальнейшего превращения Р-ионона Р-циклоцитраль придает воде запах табака, в то время как 6-метилгепт-5-ен-2-ен и геранилацетон имеет слабый цветочный запах. Геранилацетон обнаружен у Cyanidium caldari- um (7051, Р-циклоцитраль в большом количестве (6 мкг/л) выделен из Microcystis aeruginosa и является типичным компонентом для этого вида водоросли.
Нахождение Р-циклоцитраля в клетках отчетливо связано со стадией роста водорослей: на стадии логарифмического роста клетки продуцируют мало терпенов; на стадии стационарного роста концентрация Р-циклоцитраля составляет 1 мкг/г сухого вещества. Из М. wesen- bergii [7051, вызывающего «цветение» воды в оз. Федерзее выделены также терпены, в числе которых идентифицированы 1,1,3-триметил- циклогексан-1,1,2,3-тетраметилциклогексан, 1-формил-2,6,6-триметил- циклогексан, образующийся при гидрировании Р-циклоцитраля. У синезеленых водорослей терпены образуются не как у высших растений из геранил-пирофосфата, а из продуктов разрушения каротиноидов. Они могут быть выделены из норкаротиноидов. Другие норкаротиноиды, как продукты разрушения каротиноидов, встречаются в небольшой концентрации (~ 20 нг/л) в воде и образуются большим количеством различных организмов.
Следовательно, в связи с евтрофированием водоемов и усилением размножения водорослей до степени «цветения» воды [211], важное значение в формировании качества и биологической полноценности воды для гидробионтов и человека, наряду с другими органическими веществами, приобретают каротиноиды. Это значение обусловлено: 1) их прямой биологической активностью (Р-каротин — провитамин А); 2) гликозидной природой ряда из них; 3) образованием ароматических веществ, придающих запах и вкус воде. Нет сомнения в том, что эти стороны функционирования каротиноидов важны и для формирования гидробиоценозов. Однако из-за отсутствия данных по экзогенной биологической активности каротиноидов их аллелопатическое влияние приходится только предполагать на основании химической структуры соединений и окислительной трансформации.
В евтрофных водоемах, подверженных «цветению» воды представителями синезеленых, зеленых, диатомовых, динофитовых, эвгленовых и других водорослей, которые накапливают биомассу в десятках и сотнях граммов и даже килограммов на 1 м3, объемом поступления в воду каротиноидов и их производных нельзя пренебрегать. Необходимо учитывать, что их биологическая активность и связь с липоидными соединениями может стать далеко немаловажным фактором формирования доброкачественности воды и причиной нарушения различных звеньев метаболических процессов как у гидробионтов, так и у теплокровных организмов.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.nahutaawefrSrambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.nahutaawefrSrambler ruУглеводородCh. kessleriCh. vul gar isCh. kessleriChlorella sp.Chlorella sp-Chlorella ip-л-12—0,70A-12——————л-13■0,40■Д-13'■ —--0,500,30n-140,650,500,350,250,2Д-14■■ " ■0,601,001,20-n-154,700,300,102,00,12A-151,650,501,250,40n-1617,801,10—9,401,00,07Д-160,605,7068,2511,15л-1715,251,702,653,1025,2418,16Д-170,857,053,1545,2035,0881,63л-1810,750,95—0,200,02Д-180,900,050,05-n-19Д-191,151,50—0,10—0,01л-202,400,45Д-203,05л-210,600,80—л-222,401,552,150,852,0л-23—0,55—Д-23—-—-0 3л-240,800,4010,102,15v, uл-25—2,850,851,305,0Д-25——л-26—9,150,400,201,2Д-260,450,700,350,05л-27 л-280,505,100,100,4—n-290,502,350,10л-301,35.л-310,250,80—-УглеводородCh. kessleriCh. vul gar isCh. kessleriChlorella sp.Chlorella sp-Chlorella ip-л-12—0,70A-12——————л-13■0,40■Д-13'■ —--0,500,30n-140,650,500,350,250,2Д-14■■ " ■0,601,001,20-n-154,700,300,102,00,12A-151,650,501,250,40n-1617,801,10—9,401,00,07Д-160,605,7068,2511,15л-1715,251,702,653,1025,2418,16Д-170,857,053,1545,2035,0881,63л-1810,750,95—0,200,02Д-180,900,050,05-n-19Д-191,151,50—0,10—0,01л-202,400,45Д-203,05л-210,600,80—л-222,401,552,150,852,0л-23—0,55—Д-23—-—-0 3л-240,800,4010,102,15v, uл-25—2,850,851,305,0Д-25——л-26—9,150,400,201,2Д-260,450,700,350,05л-27 л-280,505,100,100,4—n-290,502,350,10л-301,35.л-310,250,80—-Таблица 11. Состав углеводородов (%)Таблица 11. Состав углеводородов (%)* Исследовали ChiOrel la kessleri, Ch. vulgaris. Scenedesmus obliquus, S. acuminatus, S. acutus.* Исследовали ChiOrel la kessleri, Ch. vulgaris. Scenedesmus obliquus, S. acuminatus, S. acutus.S. obliquusS. acutusS. acuminatusS. acutusS. qua- dr icau- daS. platensisS. platensisS. platensisSp iru-1 ina sp.S. platensis1,95—1,1————— ■ ■^ ————■—i0,050,352,2—■■■*————1 1 ■■■■■11,150,203,61,00,20,2————6,20————2,100,204,72,3—2,73,72,910■I—1 1 ■•4,10—-——0,903,201,256,72,5—3,73,82,8200,10——-^————■■ ■1,2515,7533,841,43,4066,984,071,7708,8012,1532,584,903,43,15,210,250,256,82,00,60,50,7—■—-————1,151,005,12,5—0,91,31,9—— —■ II ———1—*0,15■ ■■4,6——0,3—" ■ ■——1—^—■'1————*—-0,850,453,4———- "■1— -2,52,0—*3,20,51,7—0,15——0,452,2———'■'■"———■I" ■1,1—0,3—"■■21,950,251,102,2————'■■- 1 "—7,205,711,4—1,80,31,2—————"■—1.—*44,902,4222,303,01,41,30,20,6—1,8035,2012,152,1—————■ ^■— "— ■'■'1,400,257,3————*0,35■11———————-w— 1—■———' —S. obliquusS. acutusS. acuminatusS. acutusS. qua- dr icau- daS. platensisS. platensisS. platensisSp iru-1 ina sp.S. platensis1,95—1,1————— ■ ■^ ————■—i0,050,352,2—■■■*————1 1 ■■■■■11,150,203,61,00,20,2————6,20————2,100,204,72,3—2,73,72,910■I—1 1 ■•4,10—-——0,903,201,256,72,5—3,73,82,8200,10——-^————■■ ■1,2515,7533,841,43,4066,984,071,7708,8012,1532,584,903,43,15,210,250,256,82,00,60,50,7—■—-————1,151,005,12,5—0,91,31,9—— —■ II ———1—*0,15■ ■■4,6——0,3—" ■ ■——1—^—■'1————*—-0,850,453,4———- "■1— -2,52,0—*3,20,51,7—0,15——0,452,2———'■'■"———■I" ■1,1—0,3—"■■21,950,251,102,2————'■■- 1 "—7,205,711,4—1,80,31,2—————"■—1.—*44,902,4222,303,01,41,30,20,6—1,8035,2012,152,1—————■ ^■— "— ■'■'1,400,257,3————*0,35■11———————-w— 1—■———' —S. quadrieauda, Spirulina platensisS. quadrieauda, Spirulina platensis
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.nahutaawefrSrambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.nahutaawefrSrambler ru
Углеводород
Ch. kessleri
Ch. vul gar is
Ch. kessleri
Chlorella sp.
Chlorella sp-
Chlorella ip-
л-12
—
0,70
A-12
—
—
—
———
л-13
■
0,40
■
Д-13
'■ —-
-
0,50
0,30
n-14
0,65
0,50
0,35
0,25
0,2
Д-14
■■ " ■
0,60
1,00
1,20
-
n-15
4,70
0,30
0,10
2,0
0,12
A-15
1,65
0,50
1,25
0,40
n-16
17,80
1,10
—
9,40
1,0
0,07
Д-16
0,60
5,70
68,25
11,15
л-17
15,25
1,70
2,65
3,10
25,24
18,16
Д-17
0,85
7,05
3,15
45,20
35,08
81,63
л-18
10,75
0,95
—
0,20
0,02
Д-18
0,90
0,05
0,05
-
n-19
Д-19
1,15
1,50
—
0,10
—
0,01
л-20
2,40
0,45
Д-20
3,05
л-21
0,60
0,80
—
л-22
2,40
1,55
2,15
0,85
2,0
л-23
—
0,55
—
Д-23
—
-—-
0 3
л-24
0,80
0,40
10,10
2,15
v, u
л-25
—
2,85
0,85
1,30
5,0
Д-25
——
л-26
—
9,15
0,40
0,20
1,2
Д-26
0,45
0,70
0,35
0,05
л-27 л-28
0,50
5,10
0,10
0,4
—
n-29
0,50
2,35
0,10
л-30
1,35
.
л-31
0,25
0,80
—
-
Углеводород
Ch. kessleri
Ch. vul gar is
Ch. kessleri
Chlorella sp.
Chlorella sp-
Chlorella ip-
л-12
—
0,70
A-12
—
—
—
———
л-13
■
0,40
■
Д-13
'■ —-
-
0,50
0,30
n-14
0,65
0,50
0,35
0,25
0,2
Д-14
■■ " ■
0,60
1,00
1,20
-
n-15
4,70
0,30
0,10
2,0
0,12
A-15
1,65
0,50
1,25
0,40
n-16
17,80
1,10
—
9,40
1,0
0,07
Д-16
0,60
5,70
68,25
11,15
л-17
15,25
1,70
2,65
3,10
25,24
18,16
Д-17
0,85
7,05
3,15
45,20
35,08
81,63
л-18
10,75
0,95
—
0,20
0,02
Д-18
0,90
0,05
0,05
-
n-19
Д-19
1,15
1,50
—
0,10
—
0,01
л-20
2,40
0,45
Д-20
3,05
л-21
0,60
0,80
—
л-22
2,40
1,55
2,15
0,85
2,0
л-23
—
0,55
—
Д-23
—
-—-
0 3
л-24
0,80
0,40
10,10
2,15
v, u
л-25
—
2,85
0,85
1,30
5,0
Д-25
——
л-26
—
9,15
0,40
0,20
1,2
Д-26
0,45
0,70
0,35
0,05
л-27 л-28
0,50
5,10
0,10
0,4
—
n-29
0,50
2,35
0,10
л-30
1,35
.
л-31
0,25
0,80
—
-
Таблица 11. Состав углеводородов (%)
Таблица 11. Состав углеводородов (%)
* Исследовали ChiOrel la kessleri, Ch. vulgaris. Scenedesmus obliquus, S. acuminatus, S. acutus.
* Исследовали ChiOrel la kessleri, Ch. vulgaris. Scenedesmus obliquus, S. acuminatus, S. acutus.
S. obliquus
S. acutus
S. acuminatus
S. acutus
S. qua- dr icau- da
S. platensis
S. platensis
S. platensis
Sp iru-
1 ina sp.
S. platensis
1,95
—
1,1
—
—
——
— ■ ■
^ —
——
—■
—
i
0,05
0,35
2,2
—
■■■*
—
—
—
—
1 1 ■
■■■
■1
1,15
0,20
3,6
1,0
0,2
0,2
—
—
—
—
6,20
—
—
—
—
2,10
0,20
4,7
2,3
—
2,7
3,7
2,9
10
■I
—1 1 ■•
4,10
—
-—
—
0,90
3,20
1,25
6,7
2,5
—
3,7
3,8
2,8
20
0,10
—
—-
^—
—
—
—
■■ ■
1,25
15,75
33,8
41,4
3,40
66,9
84,0
71,7
70
8,80
12,15
32,5
84,90
3,4
3,1
5,2
1
0,25
0,25
6,8
2,0
0,6
0,5
0,7
—
■
—-
——
—
—
1,15
1,00
5,1
2,5
—
0,9
1,3
1,9
—
— —
■ II —
—
—
1
—
*
0,15
■ ■■
4,6
—
—
0,3
—" ■ ■
—
—
1
—^
—
■'1
——
——*
—-
0,85
0,45
3,4
—
—
—
- "■1
— -
2,5
2,0
—*
3,2
0,5
1,7
—
0,15
——
0,45
2,2
—
—
—
'■'■"
—
—
—
■I" ■
1,1
—
0,3
—
"■■
21,95
0,25
1,10
2,2
——
—
—'
■■
- 1 "
—
7,20
5,7
11,4
—
1,8
0,3
1,2
————
—
"■
—1
.—
*
44,90
2,42
22,30
3,0
1,4
1,3
0,2
0,6
—
1,80
35,20
12,15
2,1
—
—
—
—
—
■ ^■
— "
— ■'■'
1,40
0,25
7,3
—
—
—
—
*
0,35
■11
——
—
—
—
—
—-w
— 1
—
■
—
—
—' —
S. obliquus
S. acutus
S. acuminatus
S. acutus
S. qua- dr icau- da
S. platensis
S. platensis
S. platensis
Sp iru-
1 ina sp.
S. platensis
1,95
—
1,1
—
—
——
— ■ ■
^ —
——
—■
—
i
0,05
0,35
2,2
—
■■■*
—
—
—
—
1 1 ■
■■■
■1
1,15
0,20
3,6
1,0
0,2
0,2
—
—
—
—
6,20
—
—
—
—
2,10
0,20
4,7
2,3
—
2,7
3,7
2,9
10
■I
—1 1 ■•
4,10
—
-—
—
0,90
3,20
1,25
6,7
2,5
—
3,7
3,8
2,8
20
0,10
—
—-
^—
—
—
—
■■ ■
1,25
15,75
33,8
41,4
3,40
66,9
84,0
71,7
70
8,80
12,15
32,5
84,90
3,4
3,1
5,2
1
0,25
0,25
6,8
2,0
0,6
0,5
0,7
—
■
—-
——
—
—
1,15
1,00
5,1
2,5
—
0,9
1,3
1,9
—
— —
■ II —
—
—
1
—
*
0,15
■ ■■
4,6
—
—
0,3
—" ■ ■
—
—
1
—^
—
■'1
——
——*
—-
0,85
0,45
3,4
—
—
—
- "■1
— -
2,5
2,0
—*
3,2
0,5
1,7
—
0,15
——
0,45
2,2
—
—
—
'■'■"
—
—
—
■I" ■
1,1
—
0,3
—
"■■
21,95
0,25
1,10
2,2
——
—
—'
■■
- 1 "
—
7,20
5,7
11,4
—
1,8
0,3
1,2
————
—
"■
—1
.—
*
44,90
2,42
22,30
3,0
1,4
1,3
0,2
0,6
—
1,80
35,20
12,15
2,1
—
—
—
—
—
■ ^■
— "
— ■'■'
1,40
0,25
7,3
—
—
—
—
*
0,35
■11
——
—
—
—
—
—-w
— 1
—
■
—
—
—' —
S. quadrieauda, Spirulina platensis
S. quadrieauda, Spirulina platensis
УГЛЕВОДОРОДЫ
Углеводороды широко распространены в природе и обнаружены в достаточно большом количестве в клетках бактерий и хлорофиллсодер- жащих растений. Образуются они из жирных кислот. Например, «-нонакозан и его производные нонакозанон и нонакозанол образуются путем удлинения углеродной цепочки пальмитиновой кислоты, а также тесно связаны с биосинтезом изопреноидных соединений. У бактерий на долю углеводородов относят до 5—11 % сухого вещества, у высших растений содержание углеводородов колеблется от долей процента у большинства представителей растительного царства до 30—40 % и более у каучуконосов — гевеи, кок-сагыза, тау-сагыза и др. (Hevea brasi- liensis, Taraxacum kok-saghys, Scorzonera tausaghyz) [123, 628]. Содержание углеводородов у водорослей в основном находится в пределах 0,05—0,12 % [798], хотя может колебаться в широком интервале. Ha-
пример, у ряда зеленых и синезеленых водорослей количество углеводородов может составлять 0,1—5,0—36,0 % сухого вещества [197, 373], в зависимости от биологических особенностей и условий выращивания. Эти факторы определяют не только уровень накопления углеводородов, но и их качественный состав.
По отношению к представителям альгофлоры углеводороды привлекают внимание с разных точек зрения: 1) как соединения вторичного происхождения, тесно связанные с биосинтезом каротиноидов (провитамином А) и терпенов, т. е. веществами высокой биологической активности; 2) в связи с использованием водорослей в качестве возможных источников энергетического сырья («зеленая нефть»); 3) в связи со способностью водорослей накапливать углеводороды из окружающей среды. Однако на данном этапе каждое из этих направлений располагает весьма ограниченным объемом информации ввиду недостаточной изученности вопроса.
в зеленых и синезеленых водорослях * [657]
90
91
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail,Dahutaawefiirambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail,Dahutaawefiirambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail,Dahutaawefiirambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail,Dahutaawefiirambler.ru
Таблица 12. Содержание углеводородов у некоторых протококковых и синезеленых водорослей в зависимости от условий выращивания [691]
Водоросль
Культивирование
Углеводороды, % к сухому веществу клеток
Chlorella kessleri
Автотрофное
0,003
Ch. kessleri
Гетеротрофное
0,01
Ch. vulgaris
»
0,02
Chlorella sp.
Scenedesmus obliquus
Автотрофное »
0,001 0,25
S. acuminatus
»
0,31
S. acutus
»
0^28
Spirulina platensis
»
0,07
В составе клеток различных видов зеленых, синезеленых, бурых и красных водорослей как культивируемых в авто- и гетеротрофных условиях, так и вегетирующих в природных популяциях, обнаружены различные углеводороды [60, 197, 691]. Наиболее полные данные по их составу представлены в табл. 11. У зеленых водорослей выделено более 70 различных углеводородов [705]. При этом в фотоавтотрофных клетках Scenedesmus углеводороды составляют примерно 0,07—0,31 % сухого вещества [691]. В их составе, например у S. acutus, идентифицированы углеводороды от додекана до октакозана, причем алканы нормальные составляют 3,2 %, разветвленные—12,7, нормальные алкены— 1,7 % экстракта [705]. Среди алканов доминировали гептадекан и гексозан, а среди алкенов — 1-гептадецен. У Chlorella kessle- ri (табл. 11), культивируемой гетеротрофно, содержание углеводородов повышалось почти на порядок. У Ch. vulgaris [646] независимо от условий выращивания содержание углеводородов составляло 0,1— 0,2 % сухого вещества. Виды рода Scenedesmus при автотрофном выращивании продуцировали углеводородов в 10—100 раз больше, чем Chlorella (табл. 12). В составе углеводородов обнаружены n-парафины с длиной цепочки от 17 до 36 углеродных атомов. При гетеротрофных условиях выращивания хлореллы основными компонентами смеси были 1- пентакозан и 1-гептакозан, тогда как при автотрофном выращивании разные углеводороды содержались в клетках примерно в равном количестве. Аналогичный состав углеводородов, независимо от авто- или гетеротрофных условий выращивания, обнаружен и у других видов хлореллы (Ch. nocturna, Ch. ellipsoidea, Ch. vannielli и др.). Выявлен у зеленых водорослей и углеводород генейкозан [17], у Ulva lactuca— циклопропан, а у Prasiola stipitata — 5- или 6-метилаткозан [723]. У зеленых водорослей найдены и А3-изомеры пентана. В целом у зеленых водорослей основными углеводородами являются изомеры С17, которые в основном свойственны вегетативным, а не репродуктивным тканям растений.
Содержание углеводородов в водорослях изменяется по сезонам года. Например, у Ulva pertusa концентрация ццс-7-гептадекана была минимальной летом [5881.
Из изученных видов зеленых водорослей наиболее богаты углеводо-
родами Botryococcus braunii. У него выделены ботриококцан, ботрио- кокцен и другие с числом углеродных атомов С27, С29 и С31, а также дар- винен — С36Н62 [417]. Содержание углеводородов в биомассе Botryococcus braunii в экспоненциальной стадии развития находится в пределах 35—36 % (в отдельных случаях до 70 %) к сухому веществу, снижаясь в стадии покоя до 19 % [373].
Наиболее полные материалы по характеристике углеводородов синезеленых водорослей представлены в работах [197, 798]. Сходный состав углеводородов обнаружен у 11 видов синезеленых водорослей [7981. У 3 морских синезеленых водорослей из коккоидных форм найдены только нормальные С19-молекулы с 1 или 2 ненасыщенными связями, тогда как другие виды имели преимущественно углеводороды с молекулярными цепями С1б — С18, насыщенные или с одной двойной связью. У природных популяций Microcystis wesenbergii и культуры М. aeruginosa основными компонентами углеводородов были л-гексаде- кан, n-гептадекан и 4-метилгептадекан. Соотношение различных алканов, особенно 4-метилгептадекана и n-октадекана, заметно отличалось у обоих видов водорослей [511]. У Nostoc sp. и Lyngbya sp. найден углеводород с С18-разветвленной цепью.
Не обнаружены у Cyanophyta углеводороды с цепью более 20 углеродных атомов, а также с цепью Сд и С10. Это дало основание для заключения, что синезеленые водоросли не были источником высокомолекулярных углеводородов в древних морских отложениях. В числе типичных продуктов «цветения» воды анабенами (Anabaena sp.) доказан пентанон — 3,4-изомер монотерпенов, который из культур пока не выделен [705], а также идентифицирован л-ундекан, л-ундеан, лимонен и др. В составе углеводородного комплекса как природных популяций с доминированием М. aeruginosa, так и культур (М. aeruginosa, Anabaena variabilis, Phormidium uncinatum и др.) синезеленых водорослей обнаружено [197] более 60 соединений. В числе последних с помощью хрома- то-масс-спектрометрии выделены: л-нонадекан, 7,7-диметил-3,4-окта- диен, 2-метил-5-этилгептан, л-ундекан, л-додекан, 3,4-тридекадиен, л-тридекан, 3,4,5-тетрадекатриен, л-тетрадекан, 3,4,5-пентадекатриен, л-пентадекан, л-гексадекан, л-гептадекан, л-откадекан, л-нонадекан, 3,4-эйкозадиен, л-эйкозан, л-генэконан, 2-метил пентакозан, л-докозан, л-триокозан, л-тетракозан, л-пентакозан, 2-метилтрикозан, л-гексако- зан, л-гептакозан, л-октакозан, л-нонакозан, л-триаконтан и л-ген- триаконтан и некоторые другие неидентифицированные углеводороды.
Сравнение качественного и количественного состава углеводородов у растений различных систематических групп свидетельствует об их определенной специфичности. Например, у синезеленых водорослей! углеводороды представлены преимущественно нормальными алканами, а у хлорококковых преобладают разветвленные [1971. По составу углеводородов клетки Chlorella vulgaris ближе к Sarcina lutea, чем к высшим растениям, так как отношение углеводородов с четным количеством атомов углерода к углеводородам с нечетным количеством атомов углерода равно 1 : 1 (у высших растений преобладают углеводороды с нечетным количеством атомов углерода).
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaqwe® rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaqwe® rambler.ruОтдельные углеводороды идентифицированы [17] у диатомовых (гентриаконтан), бурых (гентриаконтан, кадинол), динофитовых (сесквитерпеновый углеводород, кадинол, терпеновый лактон, крассин), красных (генейкозан) водорослей. С19- и С26-олефины присутствуют в развивающихся тканях бурых, красных и зеленых водорослей, причем С26 больше, чем С19 гомологов. Большое количество кислородсодержащих производных углеводородов — биологически активных веществ терпеноидной природы содержат макрофиты из семейств Dictyotaceae, Ploca- miaceae, Laurenciaceae [60]. Они упоминались ранее в числе изопреноидов. У бурых водорослей преобладал n-пентадекан, у красных — и-геп- тадекан; Д1-геницозогексан и соответствующий пентен найдены у всех бурых водорослей [723]. Наиболее высокое содержание углеводородов, полиолефинов и большее отношение алкены/алканы отмечено у молодых бентосных морских водорослей и в быстрорастущих тканях старых.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaqwe® rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaqwe® rambler.ru
Интенсивность образования, качественный состав и уровни накопления углеводородов в биомассе отдельных видов водорослей, с одной стороны, указывает на возможность существенной роли представителей альгофлоры в образовании запасов нефти в донных отложениях морей и океанов, с другой — свидетельствуют о перспективности крупномасштабного производства углеводородов не только при их массовом культивировании, но и за счет использования природных запасов водорослей евтрофных водоемов.
Изучение водорослевых углеводородов и их производных представляет интерес не только с точки зрения выяснения качественного состава и количественных характеристик этих биологически активных соединений. В связи с развитием аквакультуры особую актуальность приобретает возможность дифференциации эндогенных метаболических углеводородов от экзогенных, аккумулируемых клетками водорослей из окружающей среды. К числу таких соединений относятся полициклические ароматические углеводороды, накапливающиеся как в клетках водорослей, так и других гидробионтов, особенно мидий [540]. Полициклические ароматические углеводороды в клетки выращиваемых водорослей (например, Scenedesmus acutus) поступают в основном из среды [649]. Концентрация полициклических углеводородов в клетках бентических водорослей и беспозвоночных из умеренно загрязненных районов побережья Норвегии равнялась чаще всего 0,3—3,0 мг/кг сухой массы, а в некоторых случаях достигала 12 мг/кг, причем канцерогенные углеводороды, как правило, составляли менее 5 % к общим, а бензапирен — не более 0,5—1 %.
Внутриклеточное накопление полициклических ароматических углеводородов в основном коррелировало с уровнем загрязнения среды, однако отмечены колебания их содержания как между популяциями одних и тех же видов, собранных в разных местах, так и между разными видами, собранными в одном месте. Постановка недельных экспериментов по изучению роли углеводородов (гексан, циклогексан, бензол, бензапирен) в жизнедеятельности водорослей [787] свидетельствует о токсичности для Chlorella в водной среде большинства из них, за исключением бензапирена. Гексан и циклогексан вызвали временное, бензол — полное подавление роста водоросли, а также хлороз, деструк-
цию субклеточных структур (хлоропласта и пиреноида) и деградацию клеток. Углеводороды оказывали влияние на активность ряда ферментов (глюкозо-6-фосфатазы, гидроксилазы), что свидетельствует об их высокой биологической активности по отношению к водорослям в водной среде.
Вывод углеводородов из клеток водорослей связан с функционированием углеводород-гидроксилазной детоксицирующей системы, которая отсутствует или слабо развита у некоторых гидробионтов, например у мидий. Поэтому последние легко аккумулируют и сравнительно медленно выводят наружу полициклические углеводороды, в связи с чем они могут служить организмами-индикаторами этих загрязнений. Способность клеток гидробионтов аккумулировать из воды полициклические ароматические углеводороды указывает на необходимость избегать использования для целей выращивания в аквакультуре водорослей и моллюсков на тех участках моря, которые даже в небольшой степени загрязнены полициклическими ароматическими углеводородами [540]. Хотя до настоящего времени нет прямых доказательств возникновения злокачественных опухолей от присутствия в пищевых продуктах углеводородов, взаимосвязь последних с кислородсодержащими производными изопрена указывает на необходимость осторожного подхода к этому вопросу.
Таким образом, углеводороды водорослей благодаря своему разнообразному качественному составу, лабильности и уровням количественного накопления следует отнести к числу важнейших биологически активных соединений водорослей. Изучение этой группы химических соединений должно обязательно расширяться и углубляться в связи с их важной ролью не только в метаболизме водорослей и экономике природы, но и в плане поиска среди них соединений высокой биологической активности, которые могут представлять интерес как стимуляторы или ингибиторы тех или иных компонентов гидробиоценозов, а также в качестве перспективных лекарственных и гормональных препаратов.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaawe^rambler njScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaawe^rambler nj
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaawe^rambler nj
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaawe^rambler nj
ГЛАВА 6
ФИТОГОРМОНЫ
ТЕРМИНОЛОГИЯ И ОБЩИЕ ВОПРОСЫ
Термины «фитогормоны», или «растительные гормоны», «физиологически активные соединения», «ростовые вещества», «регуляторы роста», в ботанической литературе часто принимаются как равнозначные. Термин «физиологически активные соединения» имеет очень общий характер и охватывает не только «истинные фитогормоны», но и довольно обширную группу других весьма разнообразных по своему химическому составу и строению веществ, играющих большую роль в тех или иных жизненно важных процессах клетки и необходимых для проявления своего специфического действия в чрезвычайно малых количествах. Возникновение остальных названий имеет историческое происхождение и в основном обусловлено многолетними дискуссиями относительно самого существования фитогормонов и механизмов их влияния на растительные клетки.
В настоящее время нет единогласия в решении ряда вопросов, о чем свидетельствует появление критических материалов по ряду положений фитогормональной теории [794]. Несмотря на то что у растений гормональная регуляция жизненных процессов должна играть большую роль, чем у животных (поскольку в отличие от последних у них отсутствует нервная система), противники фитогормональной теории опровергают ряд основных положений действия регуляторов роста и поддерживают новую, «антигормональную» концепцию. Считают, что при изучении фитогормонов используются неверные методические приемы, в частности применяется нанесение гормона извне, для доказательства гормональной функции используется концепция фототропизма. В качестве следующего важного аргумента выдвигают отсутствие клеток-мишеней для гормонов. Однако большинство специалистов в нашей стране антигормональную теорию не разделяет.
Каждый из известных в настоящее время фитогормонов в зависимости от объекта, на котором испытывается их действие, может оказывать влияние на самые разные процессы. Считают [41], что применяемая иногда некоторыми авторами упрощенная терминология типа «ауксин — гормон растяжения», «цитокинин — гормон задержки старения», «гормон деления клеток», «гиббереллин — гормон роста стебля» не соответствует действиельности, так как можно наблюдать, что и ауксин, и гиббереллин, и цитокинин способны усиливать растяжение и деление клеток, вызывать их дифференциацию, задерживать
старение изолированных органов и т. д. Однако объекты, на которых обнаруживаются эти эффекты, могут быть различными для разных фитогормонов* Таким образом, фитогормоны следует рассматривать как вещества, наиболее специализированные для выполнения регуляторных функций в организме. Действие различных стимуляторов роста осуществляется через их влияние на обмен веществ растений, при этом в клетках, обогащенных фитогормонами, усиливается дыхательный газообмен, увеличивается активность ряда ферментов, повышается интенсивность фотосинтеза [137].
С точки зрения функционирования фитогормонов представители альгофлоры исследованы несравнимо меньше, чем высшие наземные растения. В то же время необходимо отметить, что изучение фитогормонов водорослей как с теоретической, так и с практической точек зрения имеет большое значение. В плане теоретических исследований здесь представляется возможность решения ряда общебиологических вопросов: выяснение химической природы и функционирования гормональных систем растений, установление их связи с регуляторными механизмами клеток филогенетически более древних организмов, сравнительная оценка физиолого-биохимических характеристик водорослей в эволюционном, адаптационном и экологическом аспектах.
С практической точки зрения выяснение химической природы и механизмов накопления в клетках водорослей и воде (среде их обитания) разнообразных соединений, обладающих гормональной активностью, установление закономерностей их трансформации неразрывно связаны с решением задач обеспечения надлежащего качества и биологической полноценности природных вод. Как известно, водоросли представляют собой весьма разнородную группу организмов, эволюционное становление которых позволяет более глубоко выявлять не только механизмы образования фитогормонов, но и устанавливать черты их сходства и принципиальных отличий у разных по степени эволюционной продви- нутости растений. Естественно, в рамках одной работы невозможно осветить все основные материалы по характеристике гормонов растений вообще и выяснить спорные вопросы этой сложной физиолого-биохимической проблемы, поэтому мы сосредоточим основное внимание на фитогормонах водорослей с точки зрения их роли в формировании гидробиоценозов и качества природных вод в условиях евтрофирования водных объектов, усиливающего рост альгофлоры до степени «цветения» воды.
Исследования ростовых веществ у водорослей проводились и проводятся двумя параллельными путями: с одной стороны, делаются попытки выделения эндогенных фитогормонов из клеток, талломов и культуральных сред, их химической идентификации и выяснения биологической активности для различных растительных клеток; с другой — изучаются реакции клеток в случае микроскопических водорослей или отдельных частей талломов у макроскопических форм на внесение в среду или в раствор синтетических стимуляторов и ингибиторов. При изучении ростовых веществ у водорослей используют те же методические основы, которые приняты для высших растений.
Основная цель наших исследований состоит, во-первых, в выяснении степени изученности фитогормонов водорослей и их химической 7-2921 97
ch2coOhch2coOhScanned & Divued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe®rambler.ruScanned & Divued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe®rambler.ru
ch2coOh
ch2coOh
Scanned & Divued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe®rambler.ru
Scanned & Divued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe®rambler.ru
нсн2-с-соон
nh2
HOHOch2ch2nh2ch2ch2nh2
HO
HO
ch2ch2nh2
ch2ch2nh2
3
Рис. 10. Индолсодержащие соединения водорослей и их близость к гормону животных:
1 ** триптофан; 2 — р-индолилуксусная кислота; 3 — серотонин
природы; во-вторых, в установлении путей попадания их в водную среду, механизмов взаимодействия с клетками гидробионтов и теплокровных животных. Постановка задачи определяется тем, что фитогормоны и продукты их превращений определяют не только биологическую полноценность воды, формирование гидробиоценозов, но и оказывают влияние на функциональную активность организмов — потребителей воды. В этом отношении особенно важно то обстоятельство, что некоторые гормоны животных обладают структурным сродством с фитогормонами и поэтому попадание последних вместе с водой может оказаться далеко не безразличным для метаболических процессов не только холоднокровных, но и теплокровных организмов. В частности, существует представление о «функциональной аналогии»: растительные ауксины (триптоамины, гиббереллины) близки адренокортикотропным гормонам, цитокинины — циклическим АМФ животных, хотя последние данные свидетельствуют о сходстве с животными гормонами лишь ауксинов [90]. Гомологом Р-индолилуксусной кислоты (ИУК) в животном мире является серотонин (5-окситриптамин), который, как и ИУК, образуется в клетках из триптофана (рис. 10). Серотонин найден как у одноклеточных, так и у высокоорганизованных животных, включая млекопитающих [184]. У животных серотонин выполняет функции гормона ближнего действия — тканевого гормона, а при появлении нервной системы становится нейротрансмиттером.
В растительных клетках также обнаружен серотонин, однако собственной физиологической активностью он не обладает. Считают, что в ходе эволюции при дивергенции животных и растений общее для них вещество, выполняющее сигнальную функцию (триптофан, триптамин), у растений превращается в ИУК, а у животных — в серотонин. У других растительных гормонов — цитокинина, гиббереллинов, абсцизовой кислоты — в животном мире нет сходных по химической природе физиологически активных гомологов. Близость химической структуры растительных и животных гормонов дает основание для предположения о возможном существенном влиянии на метаболические процессы у животных и человека биологически активных соединений водорослей при их массовом размножении в воде. Экспериментальные данные опреде-
ляют различные стороны этого влияния. Доказано значительное влияние экзогенных биологически активных соединений гормональной природы на функционирование отдельных органов и систем нейроэндокринной регуляции различных метаболических процессов у животных, в частности на метаболизм биогенных аминов [248]. Обнаружено прямое инсулинотропное влияние экзогенных гормонов (гормона роста и пролактина) на культуре клеток поджелудочной железы крысы, а также непосредственный стимулирующий эффект экзогенных гормонов на секрецию инсулина. Установлено влияние экзогенных простагландинов на интенсивность фосфорилирования белков хроматина и синтеза ДНК в пролиферирующих гепатоцитах [2451.
В настоящее время твердо установлено, что все растительные гормоны (ауксины, гиббереллины, цитокинины) и их производные отмечены как у высших растений, ряда грибов и бактерий, так и у водорослей в разном качественном составе и количественных соотношениях. ИУК обнаружена у всех растительных организмов, начиная с одноклеточных [184], и функционирует в растительной клетке, по-видимому, с очень ранних этапов эволюции. Следовательно, вопрос о биологически активных соединениях водорослей приобретает и важный медицинский аспект в связи с формированием химического состава природных вод при их участии.
ФИТОГОРМОНЫ ВЫСШИХ РАСТЕНИЙИ МИКРООРГАНИЗМОВ
Под фитогормонами понимают соединения регуляторного типа, которые синтезируются в микроколичестве, транспортируются по растению и индуцируют ростовые и морфологические процессы [96]. Между гормональными системами высших растений и микроорганизмов предполагают значительное сходство. Ниже представлена схема биосинтеза фито гормонов [96].
Считают, что биосинтез ИУК у водорослей, как и у высших растений, идет по схеме: триптофан -> Р-индолил-ацетонитрил -> Р-индо- лил-ацетамид -> ИУК [288]. Наряду с собственными ферментными системами большое влияние на образование ИУК оказывают микроорганизмы. Даже у высших растений большую часть способности их превращать триптофан в ИУК относят за счет эпифитных бактерий [571]. Между высшими растениями и эпифитной микрофлорой существует обмен: растения выделяют триптофан или иные предшественники ИУК, бактерии продуцируют из них ИУК, которая быстро усваивается клетками растений. Аналогичное явление установлено и у водорослей [710]: у аксенических культур превращение триптофана в ИУК происходит в 5—8 раз слабее, чем у нестерильных водорослей.
Приведенные материалы свидетельствуют о том, что до настоящего времени еще окончательно не расшифрованы все тонкости биосинтеза ИУК, хотя большинство исследователей считают первичным предшественником ИУК L-триптофан, а промежуточными метаболитами — триптамин или 3-индолилпировиноградную кислоту и 3-индолацетальде- гид. У синезеленых водорослей (Chlorogloea fritschii) образование ИУК
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe^rambler mScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe^rambler m1. Индольные и фенольныесоединения1. Индольные и фенольныесоединения2. Гиббереллины, абсцизоваякислота2. Гиббереллины, абсцизоваякислотаФосфоенол пировиноградная кислота 4* + эритрозо-4-фосфатФосфоенол пировиноградная кислота 4* + эритрозо-4-фосфатАцетатАцетатДегидрохинная кислотаДегидрохинная кислотаАцетил КоААцетил КоАДегидрошикимовая кислотаДегидрошикимовая кислотаШикимовая кислотаШикимовая кислотаХоризмовая кислотаХоризмовая кислотаIр-окси p-метилглютарил ~ КоАМевалоновая кислотаИзопентил-пирофосфатДиметил ал л ил пирофосфатIр-окси p-метилглютарил ~ КоАМевалоновая кислотаИзопентил-пирофосфатДиметил ал л ил пирофосфатАнтраниловая кислотаАнтраниловая кислотаПрефеновая кислотаПрефеновая кислотаИндолТриптофанИндолТриптофанФенилаланинФенилаланинКоричная кислотаКоричная кислота1I Гераниол фосфатI КауренI Гиббереллин1I Гераниол фосфатI КауренI ГиббереллинТранс-транс-фари- ези л-пирофосфатВиолаксантинАбсцизовая кислотаТранс-транс-фари- ези л-пирофосфатВиолаксантинАбсцизовая кислотаИндолилуксусная кислотаИндолилуксусная кислотап-Кумаровая кислотап-Кумаровая кислотапроисходит через триптамин, т. е. соединение, близкое серотонину (5- окситриптамину) [289].
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe^rambler m
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe^rambler m
1. Индольные и фенольныесоединения
1. Индольные и фенольныесоединения
2. Гиббереллины, абсцизоваякислота
2. Гиббереллины, абсцизоваякислота
Фосфоенол пировиноградная кислота 4* + эритрозо-4-фосфат
Фосфоенол пировиноградная кислота 4* + эритрозо-4-фосфат
Ацетат
Ацетат
Дегидрохинная кислота
Дегидрохинная кислота
Ацетил КоА
Ацетил КоА
Дегидрошикимовая кислота
Дегидрошикимовая кислота
Шикимовая кислота
Шикимовая кислота
Хоризмовая кислота
Хоризмовая кислота
I
р-окси p-метилглютарил ~ КоА
Мевалоновая кислота
Изопентил-пирофосфат
Диметил ал л ил пирофосфат
I
р-окси p-метилглютарил ~ КоА
Мевалоновая кислота
Изопентил-пирофосфат
Диметил ал л ил пирофосфат
Антраниловая кислота
Антраниловая кислота
Префеновая кислота
Префеновая кислота
Индол
Триптофан
Индол
Триптофан
Фенилаланин
Фенилаланин
Коричная кислота
Коричная кислота
1
I Гераниол фосфат
I Каурен
I Гиббереллин
1
I Гераниол фосфат
I Каурен
I Гиббереллин
Транс-транс-фари- ези л-пирофосфат
Виолаксантин
Абсцизовая кислота
Транс-транс-фари- ези л-пирофосфат
Виолаксантин
Абсцизовая кислота
Индолилуксусная кислота
Индолилуксусная кислота
п-Кумаровая кислота
п-Кумаровая кислота
В отличие от высших растений микроорганизмы — водоросли, грибы (например, представители Basidiomycetes, Cephalosporum и др.) и бактерии — способны синтезировать ауксин и гиббереллины в концентрации на несколько порядков выше, чем цветковые растения, причем избыток гормона (ауксина) не оказывает на рост токсического влияния [91].
В настоящее время наиболее изучены три класса фитогормонов — ауксины, гиббереллины и цитокинины, хотя у водорослей обнаружены и биологически активные вещества неустановленной химической природы [60]. У высших растений ауксины в основном представлены в виде ИУК и других индольных производных, гиббереллины принадлежат к классу стероидных гормонов флюоренового ряда, цитокинины являются производными пуринов. К фитогормонам относят и их природного антагониста — абсцизовую кислоту.
Изучение специфичности и путей биохимической трансформации индолсодержащих соединений у растений различного систематического положения представляет не только теоретический, но и важный практический вопрос в связи с качеством природных вод и формированием гидробиоценозов.
АУКСИНЫ РАСТИТЕЛЬНОЙ КЛЕТКИ
Под ауксинами — первыми и сравнительно изученными фитогормонами — подразумевают определенную группу химических соединений (кислоты с ненасыщенным ядром или их производные), встречающихся в
растениях и характеризующихся способностью индуцировать рост клеток при определенных концентрациях. Впервые кристаллы ауксина были получены в середине 30-х годов из кукурузного масла, солода и мочи, несколько позже был выделен из растительных тканей гетероауксин эмпирической формулы C10H9O2N, известный под названием р-индолилуксусной кислоты и родственные ему соединения — альдегид и эфиры ИУК, Р-индолил-ацето-нитрил.
В настоящее время принято считать, что гетероауксин является основным природным ауксином, образуемым из аминокислоты триптофана (рис. 10). Сверхоптимальные концентрации ауксинов вызывают торможение роста. В зависимости от вида растительной ткани границы оптимальных (стимулирующих) и сверхоптимальных (тормозящих) концентраций колеблются в определенных пределах. Оптимальная концентрация для роста стеблей, листьев, плодов лежит в пределах 10~4— 10-5 М в пересчете на ИУК. Стимулирующими или по крайней мере нейтральными для них обычно являются концентрации порядка 10-11— 10“9 М [27]. Ведущее положение среди индольных ауксинов и среди ауксинов вообще признается за р-индолилуксусной кислотой, являющейся стандартом в определении ауксиновой активности. Ростстиму- лирующей активностью обладают также индолилацетонитрил-/г-аце- тальдегид, индолилацетамид, этил индол ил ацетат. Продукт окисления ауксина — 2-оксииндолил-З-уксусная кислота также сохраняет некоторую способность стимулировать рост.
ИУК существует в растениях в двух формах: свободной и связанной [155]. Свободная ИУК подвижна и легко экстрагируется. Связанная ИУК соединена с белками, белковоподобными веществами и другими органическими соединениями (например, полифенолами, сахаридами, липидами). В определенных условиях связанные ауксины легко продуцируют свободные, а свободные, комплексируясь с другими веществами, образуют связанные. В тканях растений существует неустойчивое равновесие между свободными и связанными ауксинами, которое сдвигается в ту или иную сторону в зависимости от требований конкретной физиолого-биологической «обстановки» и той функции, которую выполняют эти две формы гормонов. Полагают [797], что биологической активностью обладает только свободная ИУК. Однако найдена [154] корреляция между скоростью роста клеток путем растяжения и интенсивностью связывания ИУК с белками.
В настоящее время говорят о двух самостоятельных механизмах действия ауксина. Первый характерен для быстропротекающих ростовых процессов. Обязательным фактором в растяжении клеточных стенок является система АТФ — АТФаза. Добавление в среду АТФ вызывает стимулирующее действие ИУК на рост. ИУК влияет как эффектор на мембраносвязанную анизотропную АТФазно-протонную помпу, способную транспортировать водородные ионы только в сочетании с ауксинами [184]. Хотя считают [132] недоказанным факт непосредственного взаимодействия регуляторов роста с поверхностной мембраной клетки (за исключением влияния ИУК на активность М^-зависимой АТФ- азы гипокотилей фасоли и Р-глюкансинтетазы стебля лука). Энергию
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaciweio! ram bl er.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaciweio! ram bl er.ruдля работы этого насоса дает АТФ. Поступающие в цитоплазму протоны используются на создание кислотолабильных связей, ведущих к растяжению клеточных стенок. Протоны способны вызывать разрыв ксилоглюкановых полимеров и превращение их в целлюлозные микрофибриллы. Внутриклеточное давление приводит к смещению слоя ксилогексана вдоль микрофибриллы и затем к растяжению клеточной стенки [3651.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaciweio! ram bl er.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaciweio! ram bl er.ru
Второй механизм влияния ауксина по продолжительности значительно более длителен, чем первый, и осуществляется через геномную систему и синтез дополнительных порций белка. Регуляция его ауксином включает уровень трансляции и механизм обратной связи, активирующий транскрипцию, т. е. синтез РНК на определенных участках генома.
В настоящее время установлены места действия ауксинов в растительной клетке, их акцепторы в клеточных мембранах, эндоплазматическом ретикулуме и тонопласте, а также рецепторы в цитоплазме. Доказано [184], что активность рецепторных мест связывания ауксинов может быть модифицирована естественными факторами. Следовательно, как фактор межклеточной гормональной регуляции ИУК оказывает влияние на мембранный и генный уровень регуляции в клетке, а изменение мембранного потенциала в клетках, подвергнутых действию ауксинов, обусловливает электрофизиологическую регуляцию транспорта веществ, в том числе и самой ИУК.
Механизм влияния ауксинов сложен и затрагивает многие стороны функционирования клетки. Так, поступая в клетку, ауксин оказывает воздействие на проницаемость ее мембраны, в результате чего изменяется разность биопотенциалов между этой и соседними клетками, что в свою очередь влияет на транспорт ИУК- Ауксин индуцирует активный транспорт ионов Н+ из клетки и именно этот процесс, вероятно, приводит к изменению биопотенциала [184]. Одновременно индуцируя работу Н+ -насоса в плазмалемме, ИУК активирует рост растяжения, поглотительную и морфогенетическую активность клеток. Это определяется тем, что секреция ионов Н+ из клеток поддерживается выходом ионов НСО3 и поглощением катионов. Сдвиг pH в апопласте в кислую сторону приводит к разрыву кислотолабильных связей и активации кислых гидролаз, что способствует увеличению пластичности клеточных стенок и росту клеток растяжением.
Если у высших растений координация функционирования целостного организма осуществляется за счет взаимодействия двух доминирующих центров — верхушки побега и верхушки корня, то у водорослей влияние ауксина лежит в основе явления группового эффекта, доказанного на опыте с яйцеклетками Fucus sp. Как видно из рис. 11, у яйцеклеток фукуса, расположенных группой, ризоиды развиваются со стороны, обращенной друг к другу.
Это объясняется большей концентрацией выделенного ауксина в пространстве между клетками, чем с противоположной стороны каждой яйцеклетки.
ИУК обладает всеми свойствами сигнала доминирующего центра,
ааспособного оказывать влияние на пространственную и временную организацию растительного организма. Во всех случаях ауксин взаимодействует с другими фитогормонами, и в первую очередь с цитокинином, который у высших растений является главным гормоном доминирующего центра корня. Наиболее близкие к высшим растениям механизмы фитогормональной регуляции роста верхушечной почки и боковых побегов отмечены у харовых водорослей. Это свидетельствует в определенной мере об общности характера влияния ауксина на метаболические процессы растений различного систематического положения и организации.
а
а
бРис. 11. Индукция об-разования ризоида уяйцеклетки Fucus sp.[184]:а — групповой эффект;б — эффект грунтабРис. 11. Индукция об-разования ризоида уяйцеклетки Fucus sp.[184]:а — групповой эффект;б — эффект грунтаТаким образом, ауксин по характеру своего влияния затрагивает многие стороны структурной и функциональной организации растительных клеток. С одной стороны, имеет место быстрое влияние ауксинов на мембранную систему, где за счет энергии АТФ усиливается транспорт водородных ионов из цитоплазмы в клеточную стенку и ускоряется растяжение клеточных стенок. С другой стороны, происходит относительно
б
Рис. 11. Индукция об-разования ризоида уяйцеклетки Fucus sp.[184]:
а — групповой эффект;б — эффект грунта
б
Рис. 11. Индукция об-разования ризоида уяйцеклетки Fucus sp.[184]:
а — групповой эффект;б — эффект грунта
медленное влияние ауксинов через геномную систему на синтез белков, определяющих рост клеток. Клеткам ауксин необходим также для создания свойств полярности и для индукции дифференциальной активности генома.
Возможность функциональной аналогии растительных ауксинов и триптоаминов, а также высокая биологическая активность последних в животных организмах дают основание предполагать возможное существенное влияние фитогормонов этого типа на жизнедеятельность животного населения водоемов и потребителей воды, поступающей из ев- трофных водоемов, подверженных массовому размножению различных видов водорослей.
ИНДОЛСОДЕРЖАЩИЕ ВЕЩЕСТВА ВОДОРОСЛЕЙ
В настоящее время считают, что среди низших и высших растений едва ли найдутся какие-либо организмы или их части, которые бы не содержали ростовых веществ, в связи с чем наличие ауксинов считается одной из характерных черт принадлежности к растительному миру. Вопрос гормональной регуляции ростовых процессов у водорослей практически не исследован. Однако, по данным последних лет [ 108, 504], у водорослей, как и у высших растений, имеются нативные стимуляторы и ингибиторы роста. Первые сообщения о наличии ауксино- подобных веществ в экстрактах из некоторых форм многоклеточных водорослей появились еще в 30-х годах: были обнаружены ауксиноподобные вещества у Valonia macrophyta (зеленая), Fucus vesiculosus (бурая) [51, 52] и морских диатомовых. В конце 60-х годов установлена ИУК у пресноводной хризомонады Ochromonas malhamensis (Chrysomo-
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaciwe^rambler niScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaciwe^rambler niphyta), Oscillatoria sp. и Anabaena cylindrica (Cyanophyta). Были найдены ауксины также в среде, где росли Oscillatoria и Anabaena, и в морской воде, причем 1 кг свежих водорослей содержал от 1 до 20 мкг ауксина. Позднее при использовании биологических методов удалось также доказать присутствие в клетках Chlorella vulgaris (Chlorophyta) двух биологически активных соединений индольной природы, которые усиливали рост колеоптилей овса 1303, 617]. Однако полной идентификации выделенных продуктов проведено не было, не выяснено было также их действие на жизнедеятельность водорослей.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaciwe^rambler ni
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaciwe^rambler ni
Позднее ПУК была определена в бактериально чистой культуре Chlorella pyrenoidosa (штамм Тх-11-05), прослежен эндогенный уровень ее образования в синхронных культурах в процессе онтогенеза клетки [252а]. Из клеток и среды культивирования Ch. pyrenoidosa (штамм 82) был выделен [233] ряд физиологически активных соединений и, в частности, идентифицирована индолил-3-уксусная кислота, а из Scenedesmus acutus выделен индол (C8H7N) с молекулярной массой 116,82 в количестве 0,8 % выделений водорослей [780].
Найдена ИУК и у морских бактериологически чистых золотистых водорослей (Chrysophyta) Cricosphaera elongata и С. carterae, а также Ochromonas malhamensis, выращенной в лабораторных условиях. ИУК обнаружена и у ряда многоклеточных водорослей, относящихся к Rho- dophyceae, Phaeophyceae, Chlorophyceae [708,709]. Наличие ИУК у бурых водорослей было подтверждено на Macrocystis purifera, Laminaria digitata, L. cloustonii, Ascophyllum nodosum, Halopteris scoparia, Py- leiela litoralis, Halidrys sp. [708, 709]. У последней водоросли обнаружено вещество, близкое к ИУК по RR но с нехарактерной окраской, а также р-индолилацетнитрил, р-индолилацетат. У Dilophus spiralis доказано присутствие ИУК и тритофана. Ауксиноподобная активность обнаружена и в экстрактах фукуса [322], однако ее содержание составляет меньше 0,1 мкг/г сырого вещества, причем в мужском талломе ауксинов обнаружено больше, чем в женском [348].
Ауксины найдены у Ascophyllum nodosum и разных ламинарий. Индол-З-карбоксальдегид и индол-3-карбоновая кислота (продукты окисления ИУК) обнаружены у Pylaiella litoralis [711]. Из Rissoella verruculosa и Laurencia obtusa были выделены ростовые вещества с ауксиноподобным действием [286]. У красной водоросли Botryocladia bot- ryoides наличие фитогормонов (5 ростовых веществ, в том числе ИУК и триптофан) установлено в наиболее важных участках таллома: в оси, стенках пузырьков, межпузырьковой слизи [290].
Ауксины совместно с 2—3 индольными производными идентифицированы и у ряда зеленых водорослей (представители рода Chlorella, Со- dium fragile, Ulva pertusa, Acetabularia sp., Enteromorpha prolifera, E. compressa, Cladophora sericea, Nemalion multifidum и др.). В частности, в экстрактах Enteromorpha prolifera, Е. compressa и Cladophora sericea, а также в щелочных гидролизатах Ceramium rubrum, Nemalion multifidum и Furcellaria fastigiata Балтийского моря, наряду с индол- 3-уксусной кислотой были обнаружены еще несколько индольных веществ [710, 711].
Ауксин, близкий к ИУК, найден и в экстрактах ацетабулярии [544].
Из морских водорослей Undaria pin- natifida, Hizikia fusiforme, Eisenia byciclis удалось выделить ИУК и ее метиловый эфир [257]. Ауксины, гиббереллины и вещества типа кинетина найдены в воде и в образцах фитопланктона, взятых в открытом море и представленных в основном диатомовыми водорослями. Ауксиноподобные вещества установлены и у представителей синезеленых водорослей (рис. 12), в частности у Microcystis aeruginosa обнаружена ауксиноксидазная активность [234], что дает основание предполагать наличие у него ауксинов.
Наиболее полное изучение синезеленых водорослей на наличие индольных соединений проведено В. В. Арендарчук [14]. Ею у сине- зеленых водорослей Aphanizomenon flos-aquae, Microcystis aeruginosa, M. pulverea f. incerta, Phormidium uncinatum, как взятых из водо-
Рис. 12. Гистограмма прироста колеоптилей пшеницы (биотест) под влиянием свободных (Л) и связанных (5) регуляторов роста из синезеленых водорослей:/ — Microcystis aeruginosa; 2 — Aphanizomenon flos-aquae. Заштрихована зона ИУКРис. 12. Гистограмма прироста колеоптилей пшеницы (биотест) под влиянием свободных (Л) и связанных (5) регуляторов роста из синезеленых водорослей:/ — Microcystis aeruginosa; 2 — Aphanizomenon flos-aquae. Заштрихована зона ИУКхранилища в виде природных популяций, так и альгологически чистых культур, обнаружены биологически активные соединения индольной природы. Биологическая идентификация хроматограмм показала, что свободные регуляторы роста у исследуемых синезеленых водорослей представлены в основном стимуляторами роста, и максимальный стимулирующий эффект обнаружен в зоне, соответствующей по Rf ИУК. У М. aeruginosa зона ИУК дает стимуляцию прироста колеоптилей на 61,2 %, A. flos-aquae — 25,6, Ph. uncinatum —8,6 %. Следующая зона по величине стимуляции лежит у М. aeruginosa в пределах 0,77— 0,92 (12,2—57,1 %), у A. flos-aquae с Rf 0,88—0,94 (12,2—14,6 %), Ph. uncinatum с Rf 0,82—0,92 (6,4—9,3 %) (рис. 12).
Рис. 12. Гистограмма прироста колеоптилей пшеницы (биотест) под влиянием свободных (Л) и связанных (5) регуляторов роста из синезеленых водорослей:
/ — Microcystis aeruginosa; 2 — Aphanizomenon flos-aquae. Заштрихована зона ИУК
Рис. 12. Гистограмма прироста колеоптилей пшеницы (биотест) под влиянием свободных (Л) и связанных (5) регуляторов роста из синезеленых водорослей:
/ — Microcystis aeruginosa; 2 — Aphanizomenon flos-aquae. Заштрихована зона ИУК
Наиболее высокой активностью стимуляции роста клеток, поданным биотеста среди исследованных синезеленых водорослей, характеризуется Microcystis aeruginosa — основной возбудитель «цветения» воды в водоемах различных экологических зон и организм, характеризующийся наиболее высокими темпами нарастания биомассы среди других видов синезеленых водорослей. Сказанное дает основание полагать, что в регуляции интенсивности ростовых процессов водорослей —- возбудителей «цветения» воды существенную роль играют биологически активные соединения индольной природы. У исследованных синезеленых водорослей стимуляторы роста, и в частности ИУК, содержатся также в связанной форме. В составе регуляторов роста идентифицировано три индольных соединения: ИУК, триптофан и, вероятно, индол
ацетонитрил.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaawefijrambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaawefijrambler.ruВажно отметить, что среди исследованных синезеленых водорослей (Microcystis aeruginosa, М. pulverea, Phormidium uncinatum) наиболее высокое содержание ИУК в свободной форме найдено у М. aeruginosa, который характеризуется более продолжительным периодом интенсивного роста и четко выраженной неравномерностью ростовых процессов: периоды интенсивного размножения сменяются периодами усиленного отмирания с последующим интенсивным размножением. Отмеченная способность периодичности роста, богатство клеток ИУК с максимальной биологической активностью и помогают виду занимать доминирующее положение в альгоценозах, превосходя другие виды по численности и биомассе.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaawefijrambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaawefijrambler.ru
Содержание ауксинов в клетках водорослей непостоянно [354]. Так, в клетках Chara foetida и Ch. hispida в летне-осенний период обнаружили одну активную зону, которая соответствовала ИУК. В зимний период ИУК в клетках не была выявлена, но найдено другое неактивное индольное соединение, имеющее кислую природу и положение Rf, отличное от Rf ИУК [4981. Непостоянна биологическая активность выделений водорослей и на протяжении роста культур. Максимальная активность Kirchneriella irregularia, Ankistrodesmus angustus, Scenedesmus quadricauda, Micractinium quadrisetum, Coelastrum microporum обнаружена на экспоненциальной фазе роста [461. У Chlorella sp. самой высокой ауксиновой активностью обладали автоспоры.
Вместе с тем следует отметить, что, несмотря на многочисленные факты идентификации ИУК и ее производных в клетках различных водорослей, имеется немало данных и об отсутствии ауксинов у тех или иных представителей альгофлоры либо о случаях исчезновения фитогормонов на отдельных этапах онтогенеза. Например, ИУК не обнаружена в талломах Caulerpa prolifera [3661, хотя экзогенный фитогормон в концентрации 5 • КГ6 и 10~6 М значительно ускорял рост водоросли. Не давала реакции на присутствие индольных веществ Porphyra leucosticta. Не удалось выявить эндогенной ИУК в кислой эфирорастворимой фракции щелочных гидролизатов морских водорослей Fucus vesiculosus, Laminaria saccharina, Alaria esculenta, Ascophyllum nodosum, Chondrus crispus, Halosaccion ramentaceum, Furcellaria fastigia- ta, Spongomorpha sp., Chaetomorpha linum, Acetabularia mediterranea даже с использованием двухмерной тонкослойной хроматографии. Ни индолил-3-уксусная кислота, ни 2,4-дихлорфенилуксусная кислота не были характерными для клеточных фракций Euglena, Trachelomonas (эвгленовые), Navicula (диатомовые), Desmidium, Cosmarium, Spiro- gyra (зеленые).
На основании данных по аналогичному влиянию ауксинов и их производных (неауксинов) на рост водоросли в концентрации 10-6— 10 М роль ауксина как непосредственного эндогенного регулятора роста для Alaria esculenta (Laminariales), возможно и других водорослей, некоторым авторам кажется маловероятной [321]. В частности, содержание ИУК было выше у молодых водорослей по сравнению с более старыми [711]; у Acetabularia, наоборот, содержание ауксина и ингибитора, близкого к абсцизовой кислоте, оказалось довольно низким, а у
растений, готовящихся к образованию шляпок, содержание ауксина резко повышалось [544].
Сопоставляя данные по идентификации ауксина ИУК (и его производных) у водорослей различных систематических групп, а также материалы по отсутствию фитогормонов, мы склонны отнести последние факты, с одной стороны, к лабильности соединений фитогормональной природы, с другой — к чувствительности используемых методов из-за возможного связывания фитогормонов в комплексы.
Как установлено многими авторами, многообразное влияние ауксинов на рост и развитие растений в основном зависит от воздействия фитогормона в свободной форме. Вместе с тем в процессе образования ауксинов в растительной клетке, а также при экзогенном введении лишь незначительная часть ауксинов остается в свободном виде, намного большая часть связывается с другими соединениями. В растениях в большом количестве содержатся именно связанные формы фитогормонов, которые также имеют определенную биологическую активность, но труднее обнаруживаемую. Например, Р -индолилуксусная кислота образует в растениях не только комплексы, например, с ортофенолами, но и конъюгаты типа индолил-ацетил-аспартата и др. Входит ИУК и в состав гликозидов, комплексируется с белками, нуклеиновыми кислотами, что затрудняет выявление ее и идентификацию.
Значительный интерес представляет вопрос о количественном содержании ауксинов у водорослей. Немногочисленные данные свидетельствуют о том, что содержание ауксина и ауксиноподобных соединений зависит от вида водоросли, исследуемой части таллома, фазы роста, сезона года и ряда других факторов. Например, в клетках Chlorella pyrenoidosa (штамм 82) ИУК содержится в концентрации 10-6 и 10”4 М, или 5—50 мкг/г сухой биомассы. В синхронной культуре Ch. pyrenoidosa штамм Тх-11-05 содержание ИУК постепенно увеличивается от апланоспор (5,19 мкг • 10~4 мг сухой массы) к молодым растущим клеткам (7,13 мкг • 10”4 мг сухой массы) и резко возрастает у зрелых материнских клеток (14,55 мк/г • 10“4 мг сухой массы). Содержание ИУК в клетках перед делением в 2 раза выше, чем на стадии автоспор [354]. Для сравнения можно отметить, что концентрация свободной ИУК в семенах злаковых колеблется от 1703 (рис) до 16 мкг/кг (овес) сухой массы, а у бобовых от 4 (соя) до 93 мкг/кг (горох). В проростках свободной ИУК содержалось на порядок меньше, чем в семенах. За 5 ч стебли кормовых бобов синтезировали 117 нг, а корни — 92 нг ИУК на 10 г сырой массы [1551. В связанной форме ИУК присутствовала преимущественно у злаковых: 71600—78500 мкг/кг (семена кукурузы) и 5 мкг/кг (овес), а в свободной форме — в семенах бобовых (524 мкг/кг — соя, 136 мкг/кг — горох) [297].
Таким образом, у водорослей различных систематических групп обнаружено до 5 биологически активных соединений индольной природы. Наиболее широко распространена индолил-3-уксусная кислота [290], а также индолил-ацето-нитрил, индолил-ацетоэтил, триптофан [287], который считают предшественником ИУК [708, 711]. Клетки различных видов водорослей содержат в достаточно большом количестве соедине-
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail pa hutaciweta! rambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail pa hutaciweta! rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail pa hutaciweta! rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail pa hutaciweta! rambler ru
ния ауксиновой природы, которые в зависимости от концентрации и формы нахождения могут проявлять как стимулирующую, так и ростин- гибирующую активность. Попадание в воду этих соединений обусловлено прижизненным экскретированием и постлетальным распадом органического вещества под влиянием бактерий и грибов. В связи с этим представляет большой интерес влияние экзогенных ауксинов и их производных на рост, размножение и функциональную активность клеток водорослей и других гидробионтов.
ВЛИЯНИЕ ЭКЗОГЕННЫХ АУКСИНОВНА ВОДОРОСЛИ
Одновременно с открытием ИУК и ее производных начаты исследования различных аспектов влияния фитогормонов на рост и метаболические процессы одно- и многоклеточных водорослей. Много работ было посвящено действию ИУК на хлореллу и некоторые другие одноклеточные водоросли как объекты массового культивирования (табл. 13). Как свидетельствует имеющаяся информация, водоросли чувствительны к экзогенным добавкам биологически активных веществ [182, 208, 262, 289, 491, 608, 609] и интенсивно поглощают их из среды. В частности, как показано в нашей лаборатории, экзогенная ИУК, меченная по С14, интенсивно поглощалась клетками Microcystis aeruginosa в фазе логарифмического роста (табл. 14).
Добавление ИУК в культуральные среды в большинстве случаев оказывало стимулирующее действие не только на темпы деления клеток и накопление биомасссы, но и на увеличение их размеров [182, 263]. В ряде случаев, особенно при повышении концентрации ИУК, стимуляция сменялась ингибированием. В некоторых случаях эффект воздействия ауксина на клетки водорослей вообще не отмечен по сравнению с характером влияния растворителей фитогормонов — этилового и метилового спиртов [748]. Оптимальная концентрация у зеленых водорослей находится в пределах примерно 10~3М, хотя для роста морской зеленой водоросли Codium fragile ssp. tomentosoides определена оптимальная концентрация экзогенной индолил-3-уксусной кислоты в пределах 10~6 М [457].
В целом следует отметить, что диапазон как стимулирующих, так и ингибирующих концентраций ауксина для клеток зеленых водорослей колеблется даже для одного и того же вида, зависит от времени года, т. е. в этом отношении проявляется сезонность в развитии организмов.
Значительный объем информации получен по влиянию ауксинов и их производных на рост и функциональную активность синезеленых водорослей. Найдено [14, 208], что добавление к питательной среде гетероауксина, также как и гиббереллина, некоторых витаминов (рибофлавина, витамина РР), оказывает положительное влияние на рост, развитие и нарастание биомассы различных видов синезеленых водорослей (Phormidium uncinatum, Ph. bijugatum, Ph. autumnale, Nostocsp., Nostoc punctiforme, Microcystis muscicola, M. aeruginosa, M. pulverea, Anacystis nidulans). Однако характер и степень стимулирующего 108
Таблица 13. Влияние ауксинов и их производных на рост, размножение и метаболические процессы у водорослей
Отдел и вид водорослей
Фитогор- MOB
Концентрация
Характер влияния
Литературный источник
Зеленые
Chlorella sp.
Гетероауксин
5-Ю-5— ЫО-4 М
Увеличивает размеры клеток и изменяет их форму от сферической до эллипсоидной
[71а]
Ch. pyrenoidosa Ankistrodesmus falcatus
Scenedesmus obli-
ИУК
до 5 мг/л
Стимулирует рост, повышает накопление биомассы бактериально чистых культур
[265]
quus
Chlorella pyrenoidosa
ИУК, индол ил масляная кислота
То же
10“ —10 мг/л
1 мг/л
Усиливают деление клеток, но снижают накопление сухого вещества
Значительно подавляют скорость деления клеток
[182]
Chlamydomonas snowiae
ИУК
0,1—1,0 мг/л
Влияет на фототаксис, индуцируя его
[337, 595]
Eudorina elegans
ИУК
до 2,5 мг/л
Не оказывает заметного влияния на рост водоросли, а более высокие концентрации токсичны
। [304]
Cladophora sp.
ИУК
0,5 мг/л
Стимулирует рост боковых ветвей в 3 раза больше, чем в контроле
[643]
Acetabularia sp.
ИУК
Ю~6_ ю~5 м
Уменьшает длину вегетативных клеток, усиливает ветвление, ускоряет формирование шляпок, увеличивает их диаметр
[544]
Caulerpa prolifera
ИУК
5-10”6и 10-6М
Ускоряет рост
[366]
Vaucheria sessilis
ИУК
10“7—10~11 г/мл
Изменяет половое воспроизводство на вегетативное
[370]
Ulva subtilissima
ИУК
3 г/л
Увеличивает рост в 13 раз, при дальнейшем увеличении концентрации эффект стимуляции снижался
[347]
Ulva fasciata
ИУК
10 мг/л
Влияет на скорость роста, содержание аминокислот, жиров и растворимых сахаров
[608, 609]
Codium latum
ИУК
1 мг/л
Способствует выделению этилена
[608, 609]
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mai I. oahutaawe® rambler ru
Отдел и вид водорослей
Фитогормон
Концентрация
Характер влияния
Литературный источник
Chara foetida, Ch. hispida, Ch. ru- dis
ИУК
10”6 г/мл
Стимулирует бурный рост
[570]
Синезеленые
Ш^'К"" ^“TyV 10-'“Стимулирует ,„„[2ад
schiiсусная
кислота
Tolypothrix tenuis
Phormidium fove-10~10 M»
olarum*
Nostoc muscorumю-7 M»»
Ghlorogtoea fril- 5-окситри- IO"9 MУскоряет рост[262)
semiптамингrl j
Nostoc muscorum10~9—10~7 M»,12621
M*crocystis aerugi- ИУК0,5-10 мг/глУвеличивает содержа- [13]
M. pulvereaние сухого вещества,
•пигментов, повышает
РЬпя^т UnC1"2,0—10,0 мг/лвыделениекислоро-
Anacystis nidulans(оптимально)^задерживает от-
Tolypothrix tenuisАнтрани-10^ МСтимулирует образова-
ловаяние сухого вещества
кислотана 56 %
рЯя? nidulansnIO'3 МПодавляет рост
P5m Ph “h?"ГетеР°аук"4-200 мг/лВиды, характеризую-[208]
jugatum PhСИНщиеся быстР™ тем"
autumna 1е No-пом развития, реаги-
stocso N nunРуют отрицательно,
ctiforme Mic№развивающиеся мед-
cystis muscico?aленно-положительно
Anabaena variabi- Гетероаук- 20-200 мг/лВ 50 раз увеличивает [208]
Nostoc punctifor-СИН"™ениесухог^
теЩества
PmnaleiUm aU‘U' WK20 ^Стимулирует прирост
Microcystis aerugi-биомассы
nosa
S“? ИУК‘"^ МСтимулирует № „, 12651
А„,Ь„„, су1Ы/
ально чистых культур
Диатомовые
Skeletonema costa- ИУК1
turn
—5 мг/лУлучшает развитие, сти
мулирует рост
[302]
Продолжение табл. 13
Отдел и вид водорослей
Фито гормон
Концентрация
Характер влияния
Литературный источник
Красные
Porphyra tenera
ИУК
1—10 мг/л
Стимулирует выделение этилена в большом количестве
[7891
Бурые
Ра di па arborescens
Fucus sp.
ИУК
2,0 мг/л
Способствует выделению небольшого количества этилена
Участвует в индукции морфогенетической программы образования ризоидного полюса
Продолжение табл. 13
влияния зависит от биологических особенностей водорослей и концентрации ИУК (табл. 15): для М. pulverea оптимальной оказалась концентрация ИУК 5,0 мг/л, а для Ph. uncinatum — 2,0. Наиболее интенсивное размножение клеток М. aeruginosa (133,8—155,7 %) отмечено при 5 мг/л ИУК (табл. 16). Под влиянием экзогенной ИУК у водорослей интенсифируется выделение кислорода (у М. aeruginosa до 119,2 %). Экзогенная ИУК оказывает существенное влияние на содержание пигментов. Аналогичные данные получены на Chlorella vulgaris [174]. Добавление экзогенной ИУК стимулирует рост синезеленых водорослей Microcystis aeruginosa, М. pulverea, Anacystis nidulans, Phormidium uncinatum (табл. 16) [14].
Положительное действие экзогенной ИУК на рост и размножение клеток синезеленых водорослей указывает на существование и у низших фотосинтезирующих организмов механизмов регуляции с участием веществ гормональной природы. Наличие последних в местах интенсивного размножения водорослей в природе и активное поглощение
их клетками дает основание считать, что в активизации жизнедеятельности сине- зеленых водорослей — возбудителей «цветения» воды существенную роль играют биологически активные соединения индольной природы, в первую очередь ИУК- Образование и накопление последней в водной толще и донных отложениях происходит в результате разложения автохтонного и аллохтонного органического вещества. ИУК стимулирует также рост бактериально чистых культур ряда синезеленых (Anacystis nidulans, Nostoc
Часы
ИУК, мг/1 г сухих водорослей
1
7,85 ± 0,57
2
10,32 ± 0,73
21
14,60 ± 1,19
24
13,60 ± 1,07
27
10,30 + 0,81
48
9,93 ± 0,50
72
10,20 ± 0,76
Таблица 14. Динамика поглощения ИУД, меченной по С14 клетками Microcystis aeruginosa
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007. e-mail oahutaoweiSrambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007. e-mail oahutaoweiSrambler ruТаблица 16. Влияние^ различных концентраций ИУК на прирост числа клетокКонцентрацияИУК, мг/л Количество клетокмлрд/л% к контролюмлрд/л% к контролюмлрд/л% к контролю„ 1о'й день 20-й день 30-й деньлк ол^А?^ 100,0 4,99+0,28 100,0 7,16+0,65 100,0 0,5 2,97+0,17 119,7 6,04+0,72 121,0 8 10+041 113 1 кл 3,13+0,21 126,2 6,97+0,09 139,6 9,25+0/14 129 2 m’n 3,32+0,19 133,8 7,77+0,32 155,7 10,41±l 00 145 4 10,0 3,03+0,34 118,1 6,77+0,51 135,6 8,56±0 64 119 6Таблица 16. Влияние^ различных концентраций ИУК на прирост числа клетокКонцентрацияИУК, мг/л Количество клетокмлрд/л% к контролюмлрд/л% к контролюмлрд/л% к контролю„ 1о'й день 20-й день 30-й деньлк ол^А?^ 100,0 4,99+0,28 100,0 7,16+0,65 100,0 0,5 2,97+0,17 119,7 6,04+0,72 121,0 8 10+041 113 1 кл 3,13+0,21 126,2 6,97+0,09 139,6 9,25+0/14 129 2 m’n 3,32+0,19 133,8 7,77+0,32 155,7 10,41±l 00 145 4 10,0 3,03+0,34 118,1 6,77+0,51 135,6 8,56±0 64 119 6
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007. e-mail oahutaoweiSrambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007. e-mail oahutaoweiSrambler ru
Таблица 16. Влияние^ различных концентраций ИУК на прирост числа клеток
Концентрация
ИУК, мг/л
Количество клеток
млрд/л
% к контролю
млрд/л
% к контролю
млрд/л
% к контролю
„ 1о'й день 20-й день 30-й день
лк ол^А?^ 100,0 4,99+0,28 100,0 7,16+0,65 100,0 0,5 2,97+0,17 119,7 6,04+0,72 121,0 8 10+041 113 1 кл 3,13+0,21 126,2 6,97+0,09 139,6 9,25+0/14 129 2 m’n 3,32+0,19 133,8 7,77+0,32 155,7 10,41±l 00 145 4 10,0 3,03+0,34 118,1 6,77+0,51 135,6 8,56±0 64 119 6
Таблица 16. Влияние^ различных концентраций ИУК на прирост числа клеток
Концентрация
ИУК, мг/л
Количество клеток
млрд/л
% к контролю
млрд/л
% к контролю
млрд/л
% к контролю
„ 1о'й день 20-й день 30-й день
лк ол^А?^ 100,0 4,99+0,28 100,0 7,16+0,65 100,0 0,5 2,97+0,17 119,7 6,04+0,72 121,0 8 10+041 113 1 кл 3,13+0,21 126,2 6,97+0,09 139,6 9,25+0/14 129 2 m’n 3,32+0,19 133,8 7,77+0,32 155,7 10,41±l 00 145 4 10,0 3,03+0,34 118,1 6,77+0,51 135,6 8,56±0 64 119 6
Таблица 15. Влияние ИУК на накопление сухого вещества водорослями
Вид водоросли
Концентрация ИУК, мг/л
Сухое вещество
мг/л
% к контролю
мг/л
% к контролю
Microcystis aeruginosa
0,0
10-й
53,7i4,7
день
100,0
20-й день 64.0+5.3100.0
0,5
60,0±5,l
111,7
80,7+7,9
125,0
2,0
60,0i0,0
111,7
82,0+6,7
128,1
5,0
60,0i7,l
111,7
85,0±7,3
132,8
М. pulverea
10,0
43,0±3,9
80,6
80,0+6,7
125,0
0,0
25,0i2,l
100,0
55,0+2,3
100,0
0,5
30,0i0,0
120,0
77,0+9,3
140,0
2,0
32,0il,7
128,0
80,0±ll,7
145,0
5,0
32,0i4,0
128,0
113,Oil 1,0
205,4
Anacystis nidulans
10,0
0,0
26,6i3,6
35,6i2,7
106,4
100,0
120.0+11,0 75,0+6,4
218,0
100,0
0,5
40,7i0,l
114,3
84,4±5,8
112,5
2,0
42,0±2,2
117,9
91,0+3,5
121,5
Phormidium uncinatum
5,0
0,0
35,0±3,5
17,0±2,7
98,3
100,0
96,0+7,2
23,9+3,9
128,0
100,0
0,5
20,0i0,3
117,6
28,6+5,2
119,6
2,0
26,3i4,4
154,7
35,1±4,7
146,8
5,0
22,7i4,l
133,5
32,0±3,2
133,8
sp., Ch. водорос-sp., Ch. водорос-muscorum, Anabaena cylindricaH др.) и зеленых (Chlorella pyrenoidosa, Ankistrodesmus falcatus, Scenedesmus obliquus) лей [223, 2631.
sp., Ch. водорос-
sp., Ch. водорос-
Доказано [14, 208], что в реакции видов на биологически активные добавки в среду четко проявляется видовая специфичность: виды, характеризующиеся быстрым темпом развития, на добавление к питательной среде стимуляторов в концетрации 4—200 мг/л, реагируют отрицательно, развивающиеся медленно — положительно. Из синезеленых водорослей наиболее отзывчивыми на стимуляцию оказались виды рода Anabaena, в меньшей мере — Phormidium autumnale, Nostoc punctifor- me, в еще меньшей мере — М. muscicola, Nostoc sp., Ph. bijugatum. Максимальные приросты биомассы у анабен отмечены при добавлении к среде гетероауксина в концентрации 20—200 мг/л. Оптимальная концентрация ауксинов в зависимости от вида у синезеленых варьирует от
10™5 до Ю”9 М, а для зеленых она составляет 10“3 М. Это дает основание для вывода, что одной из причин массового развития водорослей до степени «цветения» воды является накопление в водоеме физиологически активных соединений ауксиновой природы.
Чувствительность водорослей к ИУК зависит от этапа онюгенеза (табл. 14), а также влияния других факторов. Например, Nostoc mus- corum дает максимальную прибавку биомассы 77 % при КП8 М и 62 % при 10"9 М по сравнению с контролем лишь в течение короткого ростового периода (5—8 дней роста культуры). После ростового периода 12 и 16 дней увеличение биомассы от добавки ИУК составляет соответственно 50 % при КГ-8 М ИУК и 46 % при 10~9М. Значительное повышение продуктивности наблюдалось и через 20—24 дня, но все же в более низких пределах, чем в ранние периоды онтогенеза.
У Chaetomorpha binum ИУК усиливала деление клеток на молодых стадиях роста, при старении культуры повышалась интенсивность удлинения клеток [577]. Характер влияния ИУК на рост культуры Westi- ellopsis prolifera зависел от химической природы углеводов, присутствующих в среде: усиление роста отмечено в присутствии фруктозы. При наличии вереде пропионовой кислоты под влиянием ИУК заметно увеличивается выделение этилена у Porphyra tenera, Р. arborescens [789].
Проверена биологическая активность для водорослей и ряда производных ИУК (5-окси-индол-З-уксусная кислота, 5-окси-триптамин, фенилуксусная кислота, 2, 3,5-трийодбензойная и др.). Триптофан положительно влияет на рост Chlorogloea fritschii при 10-7 и 10"6 М. Изатин в концентрации 10~8 стимулирует рост Anacystis nidulans и Ch. fritschii, 2,3,5-трийодбензойная кислота в концентрациях КГ3 —10"5 М ингибирует рост ряда видов синезеленых водорослей [265]. Не получено однозначного ответа о характере роста различных водорослей при добавлении в среду антраниловой кислоты, которая в маслах цветов многих растений присутствует в виде метил антранилата и предполагается как и индол промежуточным продуктом в биосинтезе триптофана.
Чувствительность к ауксинам и их производным проявляют и водоросли-макрофиты. Так, Ulva не развивает нормального слоевища при росте в бактериально чистых условиях. Ей для нормального роста требуется ИУК [669], поэтому при обработке последней вырезок из различных частей таллома Ulva lactuca var. rigina самое большое увеличение массы отмечено у базальной части [514]. Под влиянием ИУК наблюдался даже рост безъядерных участков Batophora oerstedie (семейство Dasyclaceae) [677].
Клетки талломов «листа» бурой водоросли Alaria esculenta чутко реагируют на ауксин, хотя по характеру ростовых реакций, в отличие от высших растений, не могут распознавать ИУК среди соединений близкого химического состава, но не обладающих ауксинной активностью [321 ]. Это обнаружено на основании проверки влияния ряда ауксин- и неауксинактивных соединений (2,4- и 3,5-дихлорфенилуксусные кислоты; 2,4,5- и 2,4,6-трихлоруксусные кислоты; а- и Р-нафтиленук- сусные кислоты; а- и р-нафтоксиуксусные кислоты, 2,4- и 2,6-дихлор-
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail oahutaawefSrambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail oahutaawefSrambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail oahutaawefSrambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail oahutaawefSrambler.ru
бензойные кислоты). Механизмы этого взаимодействия пока неясны и рассматриваются несколько путей его реализации:
предполагают, что Alaria уже содержит эндогенно продуцируемый ауксин, который может поступать из морской воды либо от эпифитной микрофлоры. Поэтому его добавление в среду не оказывает действия;
считают, что у Alaria, в отличие от высших растений, отсутствует система распознавания ауксина, т. е. эндогенно контролируемые процессы у этой водоросли не включают ауксин;
считают, что угнетающее влияние на рост водорослей хлорированных ауксинов и неауксинов обусловлено угнетением фотосинтеза или окислительного фосфорилирования митохондрий, что было показано для Chlorella pyrenoidosa и отмечено у Alaria [321].
Имеется определенная информация о влиянии ИУК не только на рост водорослей, но и на другие стороны их функциональной активности. Доказано, что ИУК в концентрации до 100 частей на 1 млн стимулирует не только рост, но и азотфиксацию и образование пигментов у Anabaena dolium [518], а в концентрации до 50 частей на 1 млн увеличивает частоту образования гетероцист.
Установлено [485], что индолсодержащие соединения (ИУК, триптофан, Р-индолкарбоновая кислота в концентрации 10-1 — 10-6 г/мл, р-индол альдегид — 10 3 г/мл и индол — 10—6 г/мл) оказывают существенное влияние на зооспорообразование у Stigeoclonium falklandicum и Vausheria sessilis (или V. geminata). Триптофан тормозит образование гаметангиев, а ИУК вызывает вегетативный рост образовавшихся анте- ридиев. При попеременном действии этими соединениями можно вызвать переходы от вегетативного роста к образованию гаметангиев и обратно. Превращение индолсодержащих соединений связано с режимом освещения, которое, действуя на расщепление триптофана и его производных, изменяет, таким образом, соотношение этих соединений в клетке.
Зеленые водоросли Cladophora rupestris, Enteromorpha compressa и красные Ceramium, Furcellaria и Nemalion обладают способностью гидролизовать индолил-3-ацетонитрил до ИУК, в то время как бурые водоросли Fucus, Pulaiella, Halidrys не продуцировали ни ИУК, ни индолил-3-ацетамид. Все водоросли окисляли индолил-3-ацетонитрил до индол ил-3-карбоксиальдегида и индолил-3-карбоновой кислоты [709].
Таким образом, функциональная роль ауксинов водорослей, пови- димому, аналогична фитогормонам высших растений и тех бактерий, у которых они были обнаружены. Характер действия ауксинов на рост и метаболические процессы водорослей многообразен и зависит от биологических особенностей вида, физиологического состояния клеток, концентрации гормона, светового режима, температуры, наличия других химических соединений. Однако механизмы действия ауксинов и их производных на клетки водорослей исследованы мало. Поэтому пока нет оснований утверждать универсальность действия ауксинов для представителей всех типов и видов водорослей. В этом отношении возможны многочисленные исключения, что связано как с различиями в степени систематической продвинутости, так и с физиолого-биохимической и цитологической гетерогенностью клеток.
Рис. 13. Структура гиббана, гибберелловой кислоты и некоторых продуктов деградации гиббереллинов [162]:
1 — гиббан# 2 — гибберелловая кислота, 3 — гибберелленовая кислота# 4 -— аллогибберовая кислота, 5 — гибберовая кислота, 6 — ароматическая кислота — продукт деградации 7-деоксигиббереллинов
Имеющиеся данные свидетельствуют об определенной эволюции функциональной активности фитогормонов и реакции клеток на их влияние, а также дают основание считать, что накопление биологически активных соединений в воде за счет водорослей или других микроорганизмов, а также макрофитов должно быть отнесено к числу существенных факторов формирования гидробиоценозов.
ГИББЕРЕЛЛИНЫ. ХИМИЧЕСКИЙ СОСТАВ И СТРОЕНИЕ
По химическому составу и строению гиббереллины представляют собой вещества, близкие к тетрациклическим карбоновым кислотам дитерпеноид ной природы. Их номенклатура основана на полностью насыщенной системе, получившей название гиббан (рис. 13). С 1963 г., согласно принятой системе, гиббереллины обозначаются символом А с цифрой справа внизу, который присваивается каждому новому гиббереллину по мере открытия и идентификации: Аь А2, А3 ... А30 и т. д. Уже к 1972 г. из гриба Fusarium moniliforme и высших растений было выделено и идентифицировано свыше 30 гиббереллинов. Их структура и строение, а также общая схема биосинтеза достаточно подроб- но^освещены [162].
Одним из самых активных гиббереллинов является гибберелловая кислота (ГК) — А3 (см. рис. 13). Это бесцветное, нелетучее, кристал-
лическое вещество, обладающее полярными (карбоксил, гидроксилы) и неполярными (метильный и метиловый радикалы) группами, не имеющее резко выраженных гидрофильных и липофильных свойств, хорошо растворимое во многих спиртах, кетонах, сложных эфирах.
6.7. НАХОЖДЕНИЕ ГИББЕРЕЛЛИНОВ У ВОДОРОСЛЕЙ
Сведения о гиббереллинах водорослей очень немногочисленны, что связано с трудностями их идентификации. Как видно из табл. 17, эндогенные гиббереллиноподобные соединения обнаружены в экстрактах отдельных представителей зеленых, синезеленых, бурых и красных водорослей, что дает основание говорить об их достаточно широком распространении среди талломных растений. Например, у Ecklo-
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail Dahutaawe^rambler ru
Отдел и вид водорослей
Наличие гиббереллинов
Литературный источник
Зеленые
Ulothrix sp.
Эндогенная гиббереллиноподобная
[182]
Enteromorha prolifera
активность
Гиббереллиноподобная активность
[501]
Tetraselmis sp., Platymonas sp.
Гиббереллины А4 и А7
[617]
Синезеленые
Phormidium foveolarum
Выделено гиббереллиноподобное ве
[452]
щество
Диатомовые
Melosira sulkata
Гиббереллиноподобные вещества
[303]
Природные популяции морских
Гиббереллины
[303]
водорослей
Бурые
Fucus vesiculosus
Найдены эндогенные гиббереллино
[617]
подобные вещества, одна из фракций которых близка к гибберелло
F. spiralis Eclonia radiata
вой кислоте
Гиббереллины А1? А3, А4, А;
Во всех частях таллома (пластинки
[501]
листьев спорофита, переходные зоны и ткани черешка или ножки)
найдены гиббереллиноподобные вещества. Максимальная концентра
ция в быстрорастущих органах. Найдены производные гиббана — от ГАТ до ГА9. Соотношение Аг и А4, А3 и А7 зависит от условий рос
та и стадии развития .
[452]
Красные
Hypnea musciformis Gracilaria verucosa
Обнаружены гиббереллиноподобные вещества
[503]
Таблица 17. Нахождение гиббереллинов у водорослей
nia radiata обнаружены не только гиббереллиноподобные вещества, но и соединения — антагонисты гиббереллина [502].
У водорослей Fucus spiralis и у одноклеточных зеленых водорослей Tetraselmis, Chlorella pyrenoidosa [617] обнаружены гиббереллины, наряду с ауксинами и кининами. В клетках F. spiralis образуются в основном гиббереллины типа А4 и А3, а у Tetraselmis — типа А4 и А7. В некоторых случаях в клеточных экстрактах F. spiralis также могут быть обнаружены гиббереллины типа А4 и А7. Соотношение AL и А4, А3 и А7 зависит от условий роста и стадии развития F. spiralis. Гиббереллиноподобная активность обнаружена также у Enteromorpha рго- lifera (Chlorophyta) Ecklonia radiata (Phaeophyta). В целом с помощью биопробы гиббереллиновая активность найдена в экстрактах 21 вида бурых и красных водорослей, причем у первых она встречалась реже, чем у вторых [719].
Вместе с тем имеются сведения и об отсутствии гиббереллиновой активности у ряда исследованных водорослей. Так, гиббереллиновая активность не обнаружена у гигантской бурой водоросли — объекта марикультуры Macrocystis purifera. Не найдены гиббереллиноподобные вещества и у Chlamydomonas reinhardtii— излюбленного модельного объекта исследований биологической активности водорослей. Одной из причин этой разноречивости может быть широко используемый биологический метод обнаружения гиббереллинов, в частности изучение влияния экстрактов водорослей на рост карликовой кукурузы (мутанты dl и d5), а также целые растения и сегменты самих водорослей-продуцентов. Это свидетельствует о необходимости проведения исследований по идентификации гиббереллинов у различных видов водорослей.
Относительно концентрации эндогенных гиббереллинов у водорослей сведения также ограничены. Например, в клетках бурых водорослей содержание гибберелловой кислоты А3 определено в пределах 100 мкг/кг сырой массы, т. е. в тех же концентрациях, которые экстрагируются из тканей высших растений [501]. Значительно меньшие концентрации гиббереллинов обнаружены в различных частях таллома спорофита Eclonia radiata. Содержание гиббереллиноподобных соединений у последней колеблется от 0,2 мкг/кг в черешках до 1,5— 1,6 мкг/кг в листовых пластинках и переходных зонах. У Fucus spiralis и Tetraselmis содержание гиббереллина определяют в пределах 0,1—10 мг/кг и 1—60 мкг/кг сухого вещества соответственно [617]. Для сравнения можно отметить, что на долю ауксинов отводят 1— 20 мг/кг. Общее количество гиббереллинов в клетках F. spiralis составляет 0,3—3 мкг/кг сырой массы клеток, а у Platymonas — 1— 60 мкг/кг [6151.
ВЛИЯНИЕ ГИББЕРЕЛЛИНОВ НА ВОДОРОСЛИ
Влияние гиббереллинов на водоросли изучалось в основном на примере действия экзогенных добавок фитогормонов в среду. Накоплен определенный объем информации по действию различных концентраций ряда гиббереллинов на рост, размножение и изменение отдельных морфо-
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail nahutaawefoirambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail nahutaawefoirambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail nahutaawefoirambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail nahutaawefoirambler ru
логических, цитологических и физиолого-биохимических показателей у представителей различных отделов водорослей. Как видно из табл. 18, основным объектом исследования служили различные виды зеленых водорослей. В меньшей мере изучена чувствительность других представителей альгофлоры, хотя у некоторых из них (например, Ecklonia га- diata) обнаружены не только гиббереллиноподобные вещества, но и антагонисты гиббереллина [502L
Прибавка гиббереллина в питательную среду вдвое увеличивала прирост биомассы Anabaena variabilis. На Microcystis musciola гиббереллин почти на действовал, а при некоторых концентрациях угнетал [208]. Аналогичное явление наблюдали при действии гиббереллина на Dunaliella salina [151]. Гибберелловая кислота в концентрации 100 мг/л увеличивала численность и объем клеток Chlorella pyrenoidosa [301], более эффективно действуя на размеры клеток, чем на скорость клеточного деления. Предполагают, что гибберелловая кислота влияет одновременно на механизм, регулирующий деление клеток, и на механизм, определяющий скорость их роста. Однако различные виды водорослей в этом отношении отличаются определенной специфичностью. Так, у Ankistrodesmus, Scenedesmus гибберелловая кислота на размеры клеток не влияла [72]. При выращивании чистых культур Scenedesmus quadricauda, Coccomyxa dispar и Stigeoclonium variabile с добавлением гиббереллина в концентрации 0,0001—0,1 % отмечалось усиление прироста биомассы на 230—300 % [661]. Наиболее чувствительным к гиббереллину оказался Scenedesmus quadricauda, а наиболее устойчивым Coccomyxa dispar.
Гибберелловая кислота увеличивала скорость деления клеток Ankistrodesmus sp., Scenedesmus sp., Trichodesmium erythraeum, Melosira sulcata, Gymnodinium breve в 2—3 раза [72]. Оптимальная концентрация для Trichodesmium erythraeum составляла 2 мг/л, а для Melosira sulcata — 1 мг/л.
По-разному влияют гиббереллины на морской фитопланктон [364, 505]. При добавке в морскую воду гибберелинов А5 и А7 в концентрации 10-7—10"10 г/л суммарная скорость роста фитопланктона увеличивалась. Наряду с повышением суммарной скорости роста фитопланктона отмечалось подавление роста некоторых водорослей. Причины проявления этих реакций на гиббереллин не выяснены.
Влияние гиббереллинов на жизнедеятельность одноклеточных водорослей даже близких видов (например, хлорелл) проявляется по- разному, как и при действии ИУК. В одних случаях отмечается стимуляция роста и размножения, в других — влияние не проявляется, в третьих — имеет место ингибирующий эффект. Чувствительность к гиббереллину водорослей и характер их ответных реакций в значительной мере зависят от многих факторов, в частности от биологических особенностей вида, фазы и темпов роста, концентрации гиббереллина и его химической структуры, физиологического состояния клеток, наличия в среде других биологически активных соединений и др. Например, сильнее выражен стимулирующий эффект у «молодых» культур, находящихся на стадии экспоненциального роста, что объясняют повышенными метаболическими потребностями этих клеток. При выращивании 118
Chlorella pyrenoidosa в неоптимальных условиях добавление в среду гибберелловой кислоты и особенно 6-бензиламинопурина (6-БАП) резко усиливало эффективность роста водорослей. Когда водоросли выращивались в условиях, близких к оптимальным, действие гибберелловой кислоты и 6-БАП было выражено весьма слабо [637]. Предполагают, что в этих условиях водоросли сами синтезируют в достаточном количестве соединения, стимулирующие их рост, тогда как в условиях, неблагоприятных для роста, эти соединения клетками не синтезируются. Зависимость влияния экзогенных гиббереллинов Аь А2, А3 и А4 от состава среды и физиологического состояния клеток отмечена для диатомовой водоросли Phaeodactylum tricornutum [303]. Стимулирующее влияние на рост и клеточное деление водорослей чаще всего оказывают более низкие концентрации гиббереллинов (табл. 18). При повышении концентрации стимулирующий эффект снижается.
Физиологическое действие гиббереллинов значительно зависит также от структуры молекулы, причем различия в активности вносят не только количественный, но и качественный характер. В зависимости от генетических особенностей растений или типа биологической реакции требования к некоторым структурным элементам молекулы (2-ОН, 7-ОН, эндоциклическая > С — С <) могут быть не только различными, но и прямо противоположными.
Характер ответных реакций клеток водорослей на влияние гиббереллина разнообразен: изменяются не только темпы роста и клеточного деления, но и активность ферментов (пероксидазы, а-амилазы и др.). При этом важно отметить, что гиббереллины стимулируют рост (например, Chlorella pyrenoidosa), влияя одновременно на механизмы, регулирующие скорость увеличения числа клеток, и на механизм, определяющий скорость роста отдельных клеток. Хотя предполагают, что морфологическое действие гиббереллина у водорослей неидентично таковому у высших растений [501], реакции на гиббереллины представителей талломных и листостебельных растений в ряде случаев сходны. В связи с этим кратко остановимся на анализе характера влияния гиббереллинов на жизнедеятельность растительных клеток высших растений, поскольку по данному вопросу имеется более обширная информация. Особый интерес, на наш взгляд, представляют данные по влиянию гибберелловой кислоты на Spirodela intermedia [536]: в концентрации до 3 мг/л фитогормон не только замедлял рост растения, но и вызывал потерю плавучести из-за трещин в эпидермисе, изменения формы и уменьшения воздушных полостей [536], т. е. действовал как гербицид.
У высших растений, как и у водорослей, стимулирующее действие гиббереллинов проявляется разнородно: оно отражается на росте в результате растяжения клеток; проявляется в повышении митотической активности, что обусловливает увеличение числа клеток и ориентацию митозов [41]. Действие гиббереллинов, как и цитокинина, сильнее проявляется на росте водорослей в неблагоприятных условиях. В оптимуме для роста водоросли сами синтезируют соединения, стимулирующие их рост; при неблагоприятных условиях синтез этих веществ подавлен и водоросли становятся очень чувствительны к экзогенным гиббереллинам.
nJ ja^Ej^aMDejnqBajiELU-a Y00Z-A9i>] *ипд нтцв^ AQ рэплГа ^ pauueos
~Таблица 18. Влияние экзогенных гиббереллинов на водоросли
Отдел и вид водорослей
Фитогормон
Концентрация
Характер влияния
Литературный источник
Зеленые
Chlorella sp.
Ch. vulgaris
Гибберелловая кислота
10—200-10"° М
Не влияет на общий прирост биомассы клеток
[395, 616)
Ch. pyrenoidosa
To же
0,005—0,15 мг/л
Стимулирует рост и размножение
[250]
Ch. ellipsoidea
Ch. fusca
»»
»»
»»
3,46—346,0 мг/л
Не влияет
[760]
Chlorella sp.
» »
б-Ю-5—ЬКГ^М
Не влияет
[71а]
Ch. pyrenoidosa
Гиббереллин
0,01—0,1 и
5,0—20,0 мг/л
Ускоряет клеточное деление, увеличивает прирост сухого вещества
[182]
Ch. pyrenoidosa
»
100 мг/л
200 мг/л
Стимулирует увеличение числа и объема клеток Не влияет на скорость клеточного деления, но несколько увеличивает размеры клеток
[301]
Ankistrodesmus sp., Scenedesmus sp.
Гибберелловая кислота
0,003—0,03 мг/л
В 2—3 раза стимулирует рост, не влияет на размеры клеток
172]
S. quadricauda
То же
1—5 мг/л
Увеличивает прирост сухого вещества, но не влияет на количество белка
[320]
S. obliquus
»»
5—10 мг/л
Увеличивает в 2 раза активность пероксидазы; повышает на 22,9 % активность амилазы
[71а]
Dunaliella salina
» »
0,1 %
0,01 %
Вызывает потерю подвижности и отмирание клеток
Задерживает деление клеток и снижает продукцию на 30 %
[151]
Dunaliella salina
» »
0,001 и 0,0001 %
Не влияет на деление клеток
[151]
Eudorina elegans
» >
до 75 мг/мл
Более 125 мг/л
Заметно ускоряет рост
Угнетает рост
[723]
Ulva subtilissima
Гибберелловая кислота
50—100 мг/л
В 7 раз увеличивает рост
[3471
Draparnaldia plumosa
Гиббереллин
До 50 мг/л
Обнаруживает задержку митотического цикла, вызывает аномалии в митозе
[256]
Acetabularia mediterranea
Гиббереллин
10-4—10~® М/л 10™®—10™7 М/л 10-4—10™7 М/л 10-4 М/л
Усиливает рост стебля
Максимально усиливает рост стебля
Усиливает рост шляпки
Усиливает рост шляпки в большей мере, чем стебля, поэтому шляпка образуется у более короткого стебля
[808]
Enteromorpha prolifera var. tubulosa
Гибберелловая кислота, ГА3
ю-8—Ю“9 М
0,01—10 мг/л
10-3—10“9 м
Стимулирует вегетативный рост, спорообразование
Стимулирует рост на 5—33 %, изменяет показатели ширины и длины клеток
Стимулирует вегетативный рост
[501]
[501]
Pediastrum boryanum
Гиббереллины
500—1000 мг/л
250 мг/л
1—§ — 125 мг/л
12—63 мг/л
Тормозит рост, размножение клеток, образование пигментов
Замедляет развитие культуры в 8—10 раз
Не влияет
Увеличивает скорость нарастания биомассы примерно вдвое за счет более быстрого деления клеток
[53]
Oedogonium acmandrium
Гибберелловая кислота
5—100 мг/л
При 10 мг/л ускоряет рост, при 12,5 темп роста снижается, при 100 мг/л деление прекращается полностью; отмечены цитологические изменения (кариологические)
[703]
Microspora quadrata, M. flococcosa to
Гиббереллин
1, 10, 50, 100 X X 10-6М
Не влияет на размеры клеток, но ингибирует митоз
[362]
ги иащшЕл^эмо^пцеацвш-э 400Z*A3!>i 'MnA ешцеа Aq рэпл[о ?j рэииез$
•ь*Продолжение табл. 18
Отдел и вид водорослей
Фитогормон
Концентрация
Характер влияния
Литературный источник
Красные
Hypnea musciformis Gracilaria verucosa
Porphyra sp.
Гиббереллины Ag И A7
Гиббереллин
0,001—1,0 мг/л
0,001 мг/л
0,1—0,01 мг/л
Не влияет на рост участков таллома спорофитов (верхушки ветвей); стимулирует рост талломов
Стимулирует рост водорослей на 28 %, увеличивает размер клеток
Ускоряет клеточное деление
[503]
[97]
Динофитовые
Gymnodinium breve, Gymnodinium splendens
Гибберелловая кислота
ю~7 м
Стимулирует рост, укорачивает и приводит к исчезновению лаг-фазы, удваивает количество клеток
[645]
Westiellopsis prolifera
То же
юо.иг^м
В 2 раза увеличивает прирост сухой массы клеток, несколько повышает содержание хлорофилла и сильно ингибирует выделение в среду свободных аминокислот; с увеличением концентрации гибберелловой кислоты выделение азотсодержащих веществ существенно уменьшается
[304]
Диатомовые
Phaeodactylum tricornu- tum
Гибберелловая
кислота
5—50 мг/л
Стимулирует рост
[304]
Фитопланктон
Гиббереллины Ai> А3, А4, А5, А?
10~9 г/мл
Ингибирует рост водорослей
Стимулирует рост водорослей
[505]
Рис. 14. Цитокинины:
/ — кинетин. 2 — 6-бензиламинопурин. 3 — зеатин
zCH3
hn-ch2-ch=p
ch2oh
новными источниками цитокининов, получаемых в США в промышленных масштабах для повышения урожайности различных сельскохозяйственных культур, являются бурые водоросли Laminaria digitata L. hy- perborea, Fucus serratus, Sargassum sp., Ascophyllum nodosum [60, 719].
Следовательно, цитокинины широко распространены как у листостебельных, так и талломных растений.
Основное физиологическое действие цитокининов, как явствует из самого названия этих соединений, связано со стимуляцией клеточного деления. Однако имеющиеся данные свидетельствуют о значительно более широкой роли цитокининов в жизни растений (табл. 20). Цитоки-
е
§
3
3
СК
1^
Ф га га
О ^
2 о
со
Си
си
га
Q
Ч
о от
от си
2
га га га
га га га
о
о
S
н
=S
га
Ф
га
га
га
си га
га
от га
ч
К
и
>> га
2
га
г*
га
2
»я
га
га
о
от
га
я
от
га
га
ч хо
о о
2
г>>
и
га
и
{н
га
га
о
CU
о га
га га о
н
CD
s'
ф га
га
га
га
га
с
^-N
га
к
ф
ч
ч
га о
а
^
ф ОТ га к га к 5 га
Е
О си
о
м
СО
7^
гая
s~
у8
2§
сио
яд
отя
Й^
оg
н о
о ь m
^Янр
Фgь
2ЧЯ
ф£2ф
я s 2 2 ь
га2 я к
ф § с я
ч га 2 о
СЯОТЩОтСи
5,фф
о^огаф
vга и
Ф °- CJ
Ь п Ь h S ф га g ф ф д
га р ^ >^ со
га н н си си га
га га ф га д о
га га ч ч от
ч Ь Ф 5 си ф я ч 5 га хо я я от £ g о
^ 5(3(5
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007. e-mai1.Dahutaawefilrambler.ru
Отдел и вид водорослей
Характеристика фитогормона
Литературный источник
Бурые
Laminaria digitata
Кининоподобные вещества
[484]
Cystoseira discors Gymnogongrus norvegicus
Вещество подобное цитокинину
[653, 651]
Fucus sp.
Цитокининподобная активность мор
[291]
Ascophyllum sp.
ской воды обнаружена в зоне рос
Fucus vesiculosus
та этих водорослей
Pylaiella litoralis
Красные
Обнаружены кинетиноподобные вещества
Кинетин необходим для роста
[529]
Furcellaria fastigiata
Зеленые
Кинетиноподобные вещества
[529]
Enteromorpha linza
Кининоподобные вещества, гормоны типа цитокининов, но отличающи
[291]
Диатомовые
еся от зеатина, кинетина, 6-бензиладенина
Phaeodactylum tricornutum
Динофитовые
Соединения типа кинетинов
[303]
Gymnodinium splendens
Соединения типа кинетинов
[303]
Таблица 19. Наличие цитокининов и их производных у различных видов водорослей
124
к?
X 3
3
at а at У ^
£ з
3 at Ct
^ OQ
от £1 Я
Ч хо
G3
§ о
ЕС
е
О)5
7 о
СМ
ч
га я
А А
А
гагаЬ<
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.oahutaawe^rambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.oahutaawe^rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.oahutaawe^rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.oahutaawe^rambler ru
нины выполняют важную и многообразную роль в регуляции физиологических процессов у растений. В частности, они имеют большое значение для регуляции роста листьев, формирования хлоропластов в их клетках, поддержания функциональной активности листьев и задержки их старения [92, 126]. Не влияет кинетин на ризогенез стеблевых и листовых черенков, время созревания плодов, характер дыхания клеток и образование этилена.
Установлено [195], что в зеленых листьях разных растений содержатся специфически связывающие цитокинины высокомолекулярные компоненты (цитокининсвязывающие сайты), возможно, представляющие собой цитоплазматические рецепторы цитокининов. Обладая высоким сродством к цитокининам, рецепторы связывают их, обеспечивая участие в метаболических процессах клетки.
Показано участие цитокинина — 6-БАП в регуляции экспрессии хлоропластного и ядерного геномов [158]. 6-БАП активирует синтез пластидных и цитоплазматических р-РНК в изолированных семядолях тыквы. При этом предполагают, что активизация синтеза РНК в интактных хлоропластах цитокинином опосредована его влиянием на содержание в хлоропластах К+. Доказано, что цитокинин стимулирует активность РНК-полимераз в листьях. При этом цитокининсвязывающие белки (ЦСБ), соединяясь с цитокинином, приобретают способность действовать на комплекс РНК-полимеразы с хроматином, вызывая активизацию синтеза РНК. Гормон в присутствии цитокининсвязываю- щих белков повышает как активность РН К-пол и мер азы, так и матричную активность хроматина [194]. Комплекс цитокинина с ЦСБ проникает в ядра и активирует в них синтез РНК. Период максимальной митотической активности клеток сопровождается резким возрастанием уровня цитокининов [85]. Следовательно, одновременное действие цитокинина в комплексе с ЦСБ на матричную активность хроматина и активность РНК-полимераз ядра и хлоропластов может быть причиной усиления синтеза РНК под влиянием гормона.
При экзогенном воздействии цитокинины оказывают большое влияние на рост и процессы дифференциации растительных клеток, общий обмен веществ, синтез белка и нуклеиновых кислот, а также активность многих ферментов [126]. Установлено [124], что цитокинин индуцировал новообразование двух форм нитратредуктазы, характеризующихся высокой степенью гомологии, но различающихся тонкими регуляторными механизмами. По-видимому, это различие обеспечивает более адекватное реагирование систем азотного обмена на изменение условий нитратного питания растений.
Определенный интерес представляет отмеченное в литературе [128] защитное действие цитокининов на клетки при влиянии на растение различных неблагоприятных агентов — повышенной и пониженной температуры, обезвоживания, грибных и вирусных инфекций, механического повреждения и различных химических агентов. Показано, что фитогормоны цитокининового типа и близкие к ним химические биорегуляторы повышают устойчивость растений к высокой температуре, засухе и ряду других неблагоприятных воздействий, причем их влияние проявляется через действие на генетический аппарат, бел оксин-
тезирующие системы клеток и функциональное состояние мембран [127]. Цитокинины задерживают деградацию различных мембранных структур в клетках листа, включая ламеллы стромы и граны хлоропластов [128], мембранные структуры митохондрий и эндоплазматического ретикула [127], предотвращают разрушение сферосом, содержащих гидролитические ферменты, и таким образом защищают от разрушения белки, нуклеиновые кислоты и липиды плазмы [126].
Цитокинины и их производные оказывают самое разнообразное влияние на рост, развитие и некоторые физиолого-биохимические показатели у водорослей: скорость роста и клеточного деления, синтез РНК и белка, образование пигментов, активность ферментов, интенсивность азотфиксации и формирование гетероцист. Однако механизмы влияния цитокининов на клетку водорослей не раскрыты, и выводы можно делать с учетом общности процессов осуществляющихся в растительных клетках различной степени эволюционной и биохимической продвину- тости (табл. 20).
Учитывая сказанное, гормоны типа цитокининов можно отнести к числу важнейших факторов регуляции жизнедеятельности как микро-, так и макроскопических водорослей, поэтому взаимодействие их с клетками гидробионтов представляет научный и практический интерес. Научные аспекты связаны с изучением эволюции становления у растений цитокининовой фитогормональной системы, изучением ее мембранотропной роли в межклеточных и межпопуляционных взаимодействиях, а также в формировании механизмов адаптации к экстремальным факторам. С практической стороны значительный интерес представляет опыт получения из бурых водорослей природных стимуляторов роста сельскохозяйственных растений на базе цитокининов, а также использование ответной реакции отдельных клеток макроскопических водорослей на цитокинины для биотестирования качества воды и ее биологической полноценности на основании учета их физиологического состояния. Не менее важное значение цитокинины, как и другие растительные гормоны, приобретают в связи с развитием аквакультуры на шельфе морей и океанов: не зная закономерностей функционирования этих регуляторов роста, нельзя говорить об управляемом выращивании водорослей, и в первую очередь о направленном получении посадочного материала.
ИНГИБИТОРЫ РОСТАИ ЕГО ВНУТРИКЛЕТОЧНАЯ РЕГУЛЯЦИЯ
Наряду с рассмотренными ранее ауксинами, гиббереллинами, цитокининами и их производными, в клетках растений функционирует большое количество разнообразных биологически активных компонентов, в той или иной степени регулирующих активность и направленность действия самих фитогормонов. К числу этих соединений относят как вещества гормональной природы (в частности, антагонисты фитогормонов — абсцизовую кислоту, этилен), так и ряд негормональных факторов. Важное значение в функционировании фитогормонов играют вещества-стимуляторы, усиливающие действие ростовых регуляторов, но
Рис. 15. Природные ингибиторы роста:
/ — абсцизовая кислота, 2 — n-кумаровая кислота* 3 — нарингенин
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaaweiflirambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaaweiflirambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaaweiflirambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.pahutaaweiflirambler.ru
непосредственно с обменом их не связанные. Среди стимуляторов выделяют отдельные классы химических соединений — витамины, фенольные протекторы, фенольные синергисты и имитаторы фитогормонов [92]. Несмотря на различия химического состава, эти вещества имеют общие функциональные особенности — это негормональные стимуляторы, т. е. соединения, усиливающие функции фитогормонов или самостоятельно воспроизводящие их эффект.
В числе биологически активных соединений гормонального типа, обладающих существенным регулирующим влиянием на метаболические процессы, у растений чаще всего называют абсцизовую кислоту и этилен. Последние соединения по ряду своих свойств (эффект микродозы, транспорт по растению) хотя и относят к классу фитогормонов, но проявляют чаще всего антиауксиновый, антигиббереллиновый и вообще антистимуляторный эффект. Поэтому их называют либо антагонистами фитогормонов, либо фитогормонами с отрицательным знаком действия и природными ингибиторами роста. Природные ингибиторы роста в настоящее время считают классом регуляторов с четкой шкалой физиологических функций [92]. Наиболее сильным природным ингибитором роста признана абсцизовая кислота, открытая в 1963 г. (рис. 15).
Абсцизовая кислота (АБК) в клетках растений образуется из того же предшественника, что и гиббереллины,— из мевалоната. Катаболизм 1{ис-транс-АБК (природная форма) происходит по пути окисления и гликозидирования, а синтетический аналог АБК только гликозидиру- ется [93]. АБК связывается с компонентами поверхностной мембраны клетки, но ее нельзя рассматривать в качестве специфического антагониста цитокининов, хотя антагонизм между ними играет важную роль в жизнедеятельности растительных клеток.
Сведения о наличии АБК у водорослей противоречивы. Одни авторы [93] отмечают, что абсцизин не обнаружен у низших растений, а у некоторых водорослей и печеночных мхов вместо абсцизовой кислоты действует соединение из класса дигидростильбенов — лунуларовая кислота. Другие [529] обнаруживают в клетках отдельных водорослей (например, красной Furcellaria fastigiata, бурой Fucus vesiculosus)
абсцизиноподобные соединения. Последние найдены и у Laminaria sp., Ascophyllum sp. [484]. Ингибитор, близкий к абсцизовой кислоте, идентифицирован в экстрактах ацетабулярии [544]. Это дает основание полагать, что АБК и ее производные образуются и клетками водорослей, поэтому данная группа должна изучаться как с учетом регуляторной роли АБК в клетке, так и в связи с возможностью попадания этого гормонального соединения в воду евтрофных водоемов при интенсивном развитии водорослей и высших водных растений.
Привлекает внимание и этилен, как соединение, стоящее на границе между фитогормонами и ингибиторами растений. У морских водорослей обнаружены вещества, ингибирующие образование этилена у высших растений. Максимальной ингибирующей активностью обладают препараты, полученные из красной водоросли Prionitis patens, у которой обнаружены три соединения, обладающие этиленингибирующей активностью [789].
Таким образом, природная вода в результате развития в ней водорослей, высших водных растений и нефотосинтезирующих организмов в значительной мере обогащается биологически активными соединениями, в том числе и фито гормональной природы. Накапливающиеся компоненты РОВ выступают стимуляторами одних и ингибиторами роста других организмов, в чем проявляется их важная регуляторная роль в формировании альго- и гидробиоценозов. Например, при дополнительном введении в среду ИУК, НУ К , ГК и кинетина урожайность ряда видов бурых, красных и зеленых водорослей повышалась в 2—2,6 раза [485]. Одновременно значительно изменялось соотношение видов и последовательность прохождения у них циклов развития. Важную регуляторную роль выполняют фитогормоны и в реализации адаптационного синдрома у организмов [765], определяющего успешность их выживания под влиянием изменяющихся факторов внешней среды.
Биологически активные вещества воды формируют и спектр растворённых органических соединений, попадающих вместе с водой к ее потребителям, в том числе и человеку, поскольку удаление этих компонентов очень сложно, дорого, а зачастую практически невозможно при использовании действующих технологических схем водоподготовки. Следовательно, в евтрофных водоемах, характеризующихся достаточным уровнем обеспечения фотосинтезирующих организмов основными биогенными элементами и микроэлементами, интенсивным развитием водорослей и высших водных растений, биологически активные соединения растительного происхождения становятся важным химическим фактором формирования не только качества природных вод, но и биологической продуктивности водоемов.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe^rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe^rambler.ruЭКОМОНЫ И ВОПРОСЫ ЭКЗОГЕННОЙРЕГУЛЯЦИИ РОСТА И РАЗМНОЖЕНИЯ ВОДОРОСЛЕЙ
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe^rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe^rambler.ru
LL Общая характеристика. Среди биологически активных соединений водорослей значительное место занимают экомоны. К их числу относят соединения, выделяемые организмами во внешнюю среду для связи с особями собственного вида (феромоны) и других видов (алломоны). Последние, в свою очередь, делятся на две группы — собственно алломоны и кайромоны. К собственно алломонам относят все вещества, производимые или накапливаемые в организме, воздействие которых вызывает реакции в поведении или физиологии других видов, благоприятные для видов-продуцентов [723]. На подобных феноменах основаны явления мутулизма и симбиозы. Собственно алломоны включают вещества-антагонисты, репелленты и антифиданты, выделяемые животными, вредные и токсические соединения, выполняющие аналогичные функции у растений и защищающие их виды от поедания. К кайромо- нам относят химические агенты адаптивно более благоприятные для вида, на который они воздействуют, нежели для того, который их выделяет. Это различного рода аттрактанты, фагостимуляторы и др. Отмеченное выше деление экзометаболитов организмов в достаточной мере условно, поскольку одни и те же вещества действуют на одни виды как алломоны, на другие — как кайромоны.
Наиболее часто функцию феромонов и гормонов выполняют терпеноиды. Биосинтез последних осуществлялся уже на ранних этапах эволюции живой материи, поскольку они были обнаружены в отложениях возрастом 2,5 млрд лет. Даже в тот период им могли быть присущи феромональная и гормональная функции [317]. Предполагают, что феромоны представляют собой линейные предки гормонов. Например, у грибов терпеноиды или стероиды функционируют как феромоны (антеридиол, триспоровые кислоты), у высших растений — как гормоны (гиббереллин, абсцизовая кислота), а у членистоногих — как те, так и другие (цитронеллаль, цитраль, лимонен, фарнезол и другие ювенильные гормоны).
В числе феромонов могут выступать алкалоиды [713], которые также выполняют функции стимуляторов биологических процессов в популяциях растений, в качестве сигнализаторов о занятости данной территории у животных. Найдено [566], что некоторые терпеноиды и стероиды обладают как гормональной, так и феромональной активностью. Иногда в разных организмах, иногда в одних и тех же среди этих соединений перечисляются моносескви- и тритерпеноиды. Биосинтез терпеноидов, необходимых для общения особей, координации роста и размножения и других функций, осуществляется полностью или частично в организмах, стоящих на различных уровнях филогенетического развития.
Следовательно, независимо от принадлежности того или иного эко- мона к физиологической группе, эти соединения играют важную роль в формировании видового разнообразия гидробионтов, определении уровней их численности и биомассы, а также процессов роста и размножения.
Рис. 16. Половые гормоны бурых водорослей:
1 — эктокарпен, 2 — фукосерратен, 3 — мультифиден, 4 — аукантен
Половые гормоны водорослей. Половые гормоны, или аттрактанты, водорослей относят к феромонам [723]. В числе последних наиболее полно изучены половые гормоны бурых водорослей (табл. 21) родов Fucus, Ectocarpus, Cutleria. По химической природе феромоны водорослей представляют собой вторичные природные соединения, образующиеся в клетках в процессе взаимодействия организма со средой. Например, половые гормоны Cutleria, Fucus, Ectocarpus и других видов бурых водорослей, хотя и отличаются специфичностью для каждого вида, но в целом принадлежат к классу циклических или полинена- сыщенных с открытой цепью углеводородов, близких в биогенетическом отношении [497].
Половые аттрактанты женских особей атлантических и средиземноморских бурых водорослей Ectocarpus siliculosus, Cutleria multifida и Fucus serratus представляют собой летучие липофильные более или- менее высококипящие и обладающие приятным запахом низкомолекулярные соединения [497], оказывающие хемокинетическое и хемотак- тическое действие на мужские гаметы. Как видно из данных табл. 21 и рис. 16, по своей химической структуре половые аттрактанты водорослей отличаются от других природных соединений.
ИзЕ. siliculosus выделен эктокарпен. Наряду с ним обнаружен мультифиден в женских гаметах С. multifida и F. serratus. Установлено, что 1 кг гиногамет Е. siliculosus выделяет 7 мг чистого эктокарпена, а 1 кг макрогаметС. multifida —0,2 мг эктокарпена. Выход фукосер- ратена из яиц F. serratus составлял 0,35 мг/кг, а мультифидена и аукаи- тена из макрогамет С. multifida—2,5 и 0,8 мг/кг. Предел чувствительности к половым аттрактантам для мужских особей Ectocarpus находится для эктокарпена при концентрации 10“6 М, для сперматозоидов Fucus к фукосерратену — при 10~"7М, а для микрогамет Fucus к мультифидену и аукантену составляет соответственно 10-6 и 10“4М [497].
Алломоны, репелленты и антифиданты водорослей. К числу алломонов водорослевого происхождения могут быть отнесены и 6-токо гр иенолы (С27Н40О2, С27Н40О3, С27Н38О3, С30Н42О2), постоянно выделяемые клетками морских водорослей в окружающую среду и стимулирующие образование скоплений определенных видов морских животных. Взаимоотношения с последними сложны и базируются в значитель-
ru jaiqiuBj^ygMDBinqea iiEUj-a ‘£ОО2’ЛЭ!» 'ипд Einquj Aq раплГа ^ pauueag
CO
to
Таблица 21. Половые гормоны некоторых водорослей
Отдел и вид водорослей
Гормон
Химическая природа
Формула
Литературный источник
Бурые
Ectocarpus siliculosus
Эктокарпен
Алициклический олефин
СцН1в
[497]
Fucus serratus F. vesi- culosus, F. spiralis
алл-1-цис-бутен-1 -ил-циклогепта-2,5- диен-бутен-1
Фукосерратен
1,3-/пранс-5-цис-октатриен
CigH12
[618]
Cutleria multifida
Мультифиден
Цис А-винил -5-цис-бутен-1 -ил-цик
QuHte
[620]
ло-пентен
Аукантен
Тране А-в лнил-5-пгран с-пропани л-цик
син1в
Зеленые
логексан
Chlamydomonas eugametos
Гамоны— гиногамон, выделяемый женскими гаметами, гамоны — продуцируемые муж
Гликопротеид
[408]
скими гаметами
Ch. reinhardtii
Соединение, определяющее реакцию узнава
[592]
ния при гаметогенезе, локализованную в кончиках жгутиков
Volvox aureus
Соединение, индуцирующее образование
[391]
мужских колоний
Ulva mutabilis
Ульвин, подавляет образование зооспор или гамет
Углевод высокомолекулярный
[360]
Closterium peracerosum- strigosum-littorale
Протопласт освобождающий гормон
Гликопротеид
[522]
Синезеленые
Cylindrospermum licheniforme
Гормон, стимулирующий дифференциацию спор
[401]
t> я ч toо я яt> я ч toо я яЯ О Я toЯ О Я to
t> я ч to
о я я
t> я ч to
о я я
Я О Я to
Я О Я to
п я го я я
я я Я о
я о я®
2 го "О го
я to
X я 2 я
я
ЁС
я g о ч я я
я Я X
ГО ад to Я 2 8
Я®
ГО Я я X
я Я
to Я ч
го я ЁС X
го в
го
гоi
о
я я
я о ч о “О £ X
я о я to
я ?
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail. DahutaawewiramblerruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail. Dahutaawewiramblerru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail. Dahutaawewiramblerru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail. Dahutaawewiramblerru
ГЛАВА 7
ФЕНОЛЬНЫЕ СОЕДИНЕНИЯ
ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА
Фенольные соединения чрезвычайно распространены в растительном мире и встречаются во всех органах растений [25, 76, 459]. В настоящее время известно свыше 2000 природных фенольных соединений (в подавляющем большинстве растительного происхождения). Из них наиболее многочисленны флавоноиды. Эмпирически фенольные соединения тысячелетиями применяют в качестве лекарственных средств, используют в технике как природные красители для текстильных изделий, изготовления чернил, дубления кож.
Широте распространения фенольных соединений в растительном мире соответствует разнообразие их химической структуры. Растительные фенольные соединения представляют собой чрезвычайно пеструю группу органических соединений, весьма неоднородную по химическому строению. Основным критерием, по которому эти соединения отличаются от прочих природных веществ, является наличие фенольного гидроксила. Растительные фенольные соединения могут содержать одну, две и более фенольных групп в бензольном ядре. В зависимости от числа фенольных гидроксилов их можно разделить на монооксипроизводные бензола, диоксипроизводные — с двумя ОН-группами, обычно в орто-положении (тип пирокатехина), реже в пара-положении (тип гидрохинона) и в мета-положении (тип резорцина). Среди триоксипроизводных преимущественно встречаются соединения с гидроксилами в положении 1,2,3 (тип пирогаллола), реже в положении 1,3,5 (тип флороглюцина), и очень редко в положении 1,2,4 (тип оксигидрохинона).
Молекулы растительных фенольных соединений часто содержат углеродный скелет типа С15 с двумя бензольными ядрами, в которых находится более двух фенольных гидроксилов и поэтому многие из них обозначают как полиоксифенолы, если они существуют в мономерной форме. Полимеры именуются полифенолами.
Растительные фенольные соединения встречаются в мономерной форме, причем в свободном или связанном с сахаридами виде. Химические соединения фенолов с сахаридами представляют собой гликозиды, в которых сахаридная часть представлена главным образом простейшими сахарами (преимущественно гексозами), а именно глюкозой и пентозанами, и реже дисахаридами и олигосахаридами. Фенольные соединения являются несахаридной составной частью этих гликозидов, так называемыми агликонами. Реже встречаются сахара, связанные эфирной связью, в основном с фенолкарбоксильными соединениями.
В клетках чаще всего фенольные соединения находятся в связанной форме, обычно в виде гликозидов. Наличие гликозилированной формы, по-видимому, означает, что присоединение сахара к агликону играет важную роль в жизнедеятельности растений; достаточно вспомнить, что гликозиды обладают лучшей растворимостью в клеточном соке и более подвижны, чем исходные вещества. Но следует отметить, что растения прижизненно выделяют в окружающую среду фенолкарбоновые кислоты, что, по-видимому, позволяет им захватывать экологические ниши.
Наряду с гликозидами в растениях широко представлены и ацилированные производные, образующиеся при присоединении к гликозидам фенолкарбоновых кислот: n-ку маровой, кофеиновой или феруловой. Фенольный гидроксил бывает алкилирован и среди.О-алкильных производных обычно встречаются метоксильные (=ЮСН3) Во всех случаях возникающая связь между фенольными гидроксилами и сахарами замыкается через атом О2 и поэтому гликозиды флавонолов относятся к классу соединений, носящих название О-гликозидов. Все о-гликозиды довольно легко подвергаются кислотному и ферментативному гидролизу.
Свободные кислотные агликоны встречаются обычно в семенах, ягодах высших растений. У низших растений, особенно у бактерий и грибов, преобладают свободные формы фенолов (антрахинонов, оксикорич- ных и фенолокисл от). Существуют различные классификации фенольных соединений, исходящие из особенностей биогенеза, таксономии и т. п. [76, 459]. Наиболее распространенной считается классификация, в основе которой структурные особенности углеродного скелета фенолов. Рассмотрим основные структурные группы растительных фенольных соединений.
Оксибензол и его производные. Для них характерно наличие одного бензольного кольца (С6) и одной или нескольких гидроксильных групп (рис. 17, /). К этой группе относятся монофенол (фенол), дифенолы (пирокатехин, резорцин, гидрохинон с гидроксилами соответственно в орто-, мета-, пара-положении), трифенолы (пирогаллол и флороглюцин). Простейшие фенольные соединения, например оксибензолы (пирокатехин, гидрохинон, резорцин, флороглюцин) и их метиловые эфиры, встречаются в растениях очень редко. Фенол содержится в некоторых лишайниках, в сосновых шишках и иглах, табаке. Пирокатехин — в чешуе репчатого лука, плодах грейпфрута и др. Шире встречаются более сложные многоатомные фенолы.
Фенол карбоксильные соединения (фенолокислоты) содержат карбоксильную группу и делятся на орто- и пара- в зависимости от расположения гидроксильной и карбоксильной групп (рис. 17, 2). Фенолкарбоновые кислоты — это немногочисленная группа фенольных веществ, основой которых является ароматический скелет. Из фенолкарбоновых кислот в растениях чаще всего встречаются С7-окси- и оксиметоксиаро- матические кислоты, например п-оксибензойная (Rj = R2 — Н), ванилиновая (Rj = ОСН3; R2 = Н) и сиреневая кислоты (R, = R2 = = ОСН3). Соединения этого класса широко представлены у покрытосеменных. К этому же типу фенольных соединений можно отнести и производные фенилуксусной кислоты и ацетофенона. Например, 2-окси-
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail oahutaawei^rambler ru
Рис. 17. Основные структурные группы растительных фенольных соединений: 1 оксибензол, 2 фенолкарбоксильные соединения, 3 — производные фенилпропана (оксикоричные кислоты), 4 — кумарины, хромоны, 5 — флавоноиды, 6 — флавоны, 7 — изофлавоны, 8 антоцианидины, 9 — ауроны, 10 — халконы, 11 — бензофеноны, 12 — ксантоны, 13 стильбены, 14 — бензохиноны, 15 — нафтохиноны, 16 — антрахиноны!
17 — лигнаны, 18 — трополоны
1718
фенилуксусная кислота была выделена из питательной среды плесени Penicillium и других растений.
Производные фенилпропана (оксикор ичные кислоты — С6С3) (рис. 17, 3). Из фенольных соединений с 9 атомами углерода в растениях чаще всего встречаются оксикоричные кислоты — п-кумаровая (Ri = Ra = Н) в сопровождении кофейной кислоты (R —ОН; R2 = = Н), а также их метоксилированных производных—феруловой (Ri = ОСН3; R2 = Н) и синаповой (R4 = R2 = ОСН3) кислот. Кислоты С9 в свободном виде в природе встречаются в ничтожных количествах. Чаще всего они вступают в соединение как ацилирующие агенты с сахаридными и фенольными остатками и другими оксикислотами. Оксикоричные спирты (конифериловый и синапиловый) встречаются главным образом в форме гликозидов (кониферин, сирингин).
Кумарины, хромоны (С6С3). У кумаринов углеродная цепочка из 3-х атомов углерода замыкается через атом О2 в дополнительное шестичленное кольцо (гетероцикл), сопряженное с основным. Для хромонов характерно наличие хиноидной конфигурации в дополнительном кольце (рис. 17, 4Y Кумарин (Rj = R2 = R3 = Н) представляет собой лактон ^wc-о-кумаровой кислоты. Его производными являются умбел- лиферон (RI = О; R2 = ОН; R3 = Н) — производные м-кумаровой кислоты, эскулетин (R5 = 0; R2 = R3 = ОН) — кофейной и скополе- тин (Rj — О; R2 — ОН; R3 = ОСН3) — феруловой кислоты. Кумарин — летучий компонент многих растений. Из простейших хромонов встречается эвгенин. Наиболее известные хромоны представляют собой вещества сложного строения, например ротенон или виснагин.
Флавоноиды (вещества с дифенил пропановым скелетом С6 — С3 — — С6) — наиболее многочисленные соединения. Под ними подразумеваются фенольные соединения, содержащие 15 атомов углерода, причем 9 атомов чаще всего входят в состав остатка оксикоричной кислоты^ которая конденсируется с флороглюцином; таким образом, фенилпропановый остаток С9 в растительных фенолах преобладает. Этот остаток является также основным звеном макромолекулы лигнина (рис. 17, 5).
Основные типы флавоноидов: антоцианидины, лейкоантоцианидины (флавандиол-3,4), катехины (флаванол-3), флаваны, флаваноны, флаванолы, изофлавоны, флавоны, флавонолы, ауроны, халконы (рис. 17, 6—10Y Флавонолы составляют наиболее многочисленную группу флавоноидных соединений. Возможно, их формирование связано с какими- то особенностями метаболизма, которые присущи только растениям и важны для их нормальной жизнедеятельности; низшим организмам, в том числе и синезеленым водорослям, они не присущи.
Ауроны, халконы—желтые пигменты цветов, называются также ан- тохлорпигментами, так как окрашены в желтый цвет. Наиболее известны из них сульфуретин (RT = R2 = Н), ауреузидин (Rj = ОН2К2 = — Н), лептозидин (RT = Н, R2 = ОСН3) и маритиметин (Rx = Н2, R2 = ОН). Примером природных хал конов являются картамон и бутеин.
Бензофеноны, ксантоны. Обе эти группы фенольных соединений по расположению фенольных гидроксилов очень близки к флавоноидам.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe^rambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe^rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe^rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe^rambler ru
Простейший представитель первой группы сам бензофенон и другой — маклурин. Из ксантонов встречается эйксантон (рис. 17, 11—/2).
Стильбены — группа веществ, родственная флавоноидным соединениям главным образом по положению гидроксильных и метоксильных групп. Они и встречаются вместе (рис. 17, 13Y Представители — ранон- тин, резвератрол-3-гликозид.
Хиноны (С6, С10 и С14). Большей частью обнаруживаются в грибах (бензохиноны). Простейшим из них является 2,6-диметокси-п-хинон. Из нафтохинонов — ломатиол, при циклизации боковой цепи которого образуется тектохинон, относящийся уже к антрахинонам (рис. 17, 14—16Y
Лигнаны — особая группа веществ. Наиболее распространены лиг- наны фенольного типа — конидендрины, пинорезинолы и спрингарези- нолы (рис. 17, /7).
Триполоны. Являются производными ненасыщенного семичленного цикла — 2-оксициклогептатриен-2,4,6-она-1. Трополоны токсичны по отношению к грибам — вредителям древесины; обладают сильными бактерицидными свойствами (рис. 17, 18Y
Прочие фенольные соединения. К ним относятся бетацианины, и в частности бетанидин, принадлежащий к красителям.
Таким образом, фенольные соединения, которые широко распространены в растениях и в процессе выделения могут попадать в окружающую среду, характеризуются структурным разнообразием, отличием в строении основного ядра и характером функциональных групп: из числа последних наиболее реакционноспособными являются фенольные гидроксилы, определяющие химическую и биохимическую их активность, что свидетельствует в пользу непосредственного участия фенольных соединений в метаболических процессах клетки.
ФИЗИОЛОГИЧЕСКАЯ РОЛЬФЕНОЛЬНЫХ СОЕДИНЕНИЙИ ОСНОВНЫЕ ПРЕВРАЩЕНИЯ ИХВ КЛЕТКЕ РАСТЕНИЙ
Фенольные соединения обнаруживаются уже в низших растениях — водорослях, грибах, лишайниках, мхах, плаунах, папоротниках. Следует отметить, что синтезировать ароматические соединения могут только растения и микроорганизмы, причем растения обладают способностью синтезировать большое разнообразие фенольных соединений (полифенолов) начиная с простейших фенолкарбоновых кислот (окси- бензойных и оксикоричных) и кончая полимерными формами (лигнины, дубильные вещества, меланины). В частности, в голосеменных и покрытосеменных растениях эти вещества находятся уже в форме полифенолов, например дубильных веществ и лигнинов. Распространенность фенолов и полифенолов, их закономерное присутствие в отдельных растительных тканях означает, что в растениях они играют определенную физиологическую роль.
Об активной физиологической роли фенольных соединений в расти-
азв
тельных организмах в настоящее время имеется достаточно много данных. Фенольные соединения сравнительно легко подвергаются окислению или восстановлению, и их окислительно-восстановительный потенциал свидетельствует о том, что они принимают участие в обмене веществ. Фенольные соединения, подобно аминокислотам, моносахаридам, нуклеотидам и т. п., являются универсальными компонентами растительных тканей и, как таковые, бесспорно, несут значительную функциональную нагрузку. Исследование биологической роли фенолов в растениях пока не дало цельной картины. Имеющиеся данные разрознены.
Анализ литературных материалов свидетельствует о том, что основные успехи первых этапов изучения фенольных соединений связаны главным образом с расшифровкой механизма их образования [76, 363, 419]. Обнаружены два принципиально различных пути биосинтеза ароматического кольца — шикиматный и ацетато-малонатный (поликетид- ный). Однако, поскольку фенольные соединения растений различного филогенетического уровня исследованы мало, нельзя сказать, насколько эти пути образования общи для всех организмов, в какой мере представители различных типов растений отличаются друг от друга по качественному набору и количественному содержанию полифенольных соединений.
Путь через шикимовую кислоту наиболее изучен и наиболее распространен у высших растений. Его расшифровка является одной из блестящих страниц современной биохимии и связана прежде всего с исследованиями Б. Дэвиса и сотр. [363]. В целом можно считать, что основные стадии биосинтеза ароматических соединений через шикимовую кислоту к настоящему времени расшифрованы. Тем не менее многое еще остается неясным. В частности, не все ферменты выделены из растений, а выделенные изучены мало; неизвестна и их внутриклеточная локализация, распространение у растений различного филогенетического уровня.
Совершенно другой механизм используется в биосинтезе фенольных сэединений по ацетатно-малонатному пути. Биосинтез фенолов из ацетата подробно изучен у грибов и лишайников, у которых этот путь, по- видимому, играет основную роль. Исходным веществом здесь служит содержащий макроэргическую тиоэфир ную связь ацетил-S Ко А, который образуется при окислительном декарбоксилировании пировиноградной кислоты. У высших растений ферменты ацетатно-малонатного пути изучены мало и существование этого пути доказывается лишь опытами с использованием С14-ацетата для образования ряда фенольных соединений. Следует отметить, что в чистом виде ацетатно-малонатный путь биосинтеза ароматических соединений у высших растений, по-ви- димому, менее распространен, чем у грибов и лишайников. У высших растений более распространено его сочетание с путем через шикимовую кислоту для образования флавоноидных соединений. Последние характерны для высших растений.
Центральное место в биосинтезе большинства фенольных соединений у высших растений занимают коричные кислоты, их депсиды с хинной и шикимовой кислотами, а также глюкозные эфиры. Накопленный к
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawefSrambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawefSrambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawefSrambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawefSrambler ru
настоящему времени материал свидетельствует о том, что за исключением завершающих этапов, в биосинтезе фенольных соединений используются общебиологические механизмы основного обмена веществ. К настоящему времени в растениях обнаружено и в значительной степени изучено большинство ферментов, принимающих участие в биосинтезе важнейших классов полифенолов. Последние успехи в этой области были достигнуты для флавоноидов [78].
Современное состояние проблемы биосинтеза фенолов свидетельствует о том, что биосинтез фенолов у различных групп растений протекает по одной и той же принципиальной схеме, из общих предшественников и через сходные промежуточные продукты [23, 76, 148]. Повсеместное распространение полифенолов вместе с унифицированностью биосинтеза их основных структурных элементов указывает на то, что способность к образованию этих структур сформировалась у растительных организмов на одной из самых ранних стадий их эволюции. Роль биосинтеза полифенолов как продуцента веществ специфической структуры, которые могут обладать биологической активностью или же имеют определенное экологическое значение, сформировалась у растений, по-видимому, на более поздних этапах эволюции. У всех современных растений комплекс реакций, связанный с образованием полифенолов, фактически представляет собой уже неотъемлемую часть метаболизма, которая, несомненно, должна иметь и определенное метаболическое значение.
В общем плане работ по фенольным соединениям важное место занимают вопросы о месте их образования и о внутриклеточной локализации этого процесса. До сих пор считалось, что водорастворимые фенольные соединения, и в частности флавоноиды, локализованы в клетке исключительно в вакуоли [76]. В то же время заметное повышение содержания фенольных соединений при фотосинтезе позволило высказать предположение, что именно в хлоропластах зеленых листьев растений может осуществляться первичный их синтез. В процессе фотосинтетического восстановления углерода образуются исходные продукты для биосинтеза фенольных соединений. Флавоноидные соединения также могут образовываться в хлоропластах благодаря наличию в последних ферментной системы синтеза жирных кислот и, следовательно, кофермента А [20]. Экспериментально подтверждено присутстствие водорастворимых фенольных соединений, в том числе и флавоноидов, в хлоропластах ряда растений [95, 80]. Оказалось также, что при фотосинтетическом введении метки (С14О2) через 15—45 мин удельная радиоактивность фенольных соединений в хлоропластах намного выше, чем в надосадочной жидкости. Следовательно, при фотосинтезе фенольные соединения образуются именно в хлоропластах. Образование более сложных флавоноидных соединений, таких, как галлированные катехины и флавонол-гликозиды, происходит, по-видимому, вне хлоропласта. Об этом свидетельствуют значительно более низкая радиоактивность галлированных катехинов, а также тот факт, что галлированию подвергаются преимущественно немеченные катехины, находящиеся вне хлоропластов [79]. Сахарные остатки в молекулах флавонол-гликозидов после 30-минутного фотосинтеза сС14О2 имеют радиоактивность в
30—40 раз ниже, чем свободные сахара [79], что также указывает на использование для гликозилирования непластидных сахаров.
Данные последних лет свидетельствуют о существовании в зеленой растительной клетке не менее трех компартментов биосинтеза мономерных фенольных соединений: хлоропласты, эндоплазматический ретикулум (микросомальная реакция) и фракция микротелец. В частности, наиболее вероятным центром образования оксикоричных кислот для их последующего использования в биосинтезе лигнина является эндоплазматический ретикулум. Образование же собственно лигнина, локализованного главным образом во вторичной клеточной стенке и в области межклеточных пластинок, протекает в клеточной оболочке [78].
Одновременно с биосинтезом полифенолов в клетках растений постоянно протекает процесс их разрушения [77, 390]. Результаты исследований последних лет указывают, что фенольные соединения являются метаболически активными составными частями растительной ткани и подвержены катаболическим превращениям. При катаболизме происходит разрушение циклических структур фенольных соединений, и продукты превращения вовлекаются в основной обмен веществ [246]. Превращения фенольных соединений могут быть двух типов: сопровождающиеся разрывом бензольного ядра и нс связанные с его расщеплением. К последним можно отнести широко распространенные в растительных тканях процессы гидроксилирования, р-окисления, гликозидирования, о- и с-метилирования, ацилирования и частично конденсации. Большой интерес представляют превращения фенольных соединений, связанные с разрывом ароматических ядер. Таким путем происходит вовлечение фенольных соединений в общий обмен веществ. До недавнего времени считалось общепринятым мнение, согласно которому синтез бензольных ядер осуществляется в природе преимущественно растениями, а их расщепление, использование в качестве источника углерода является прерогативой микроорганизмов [357].
Расщепление некоторых простейших полифенолов микробами изучено довольно подробно. Оно происходит при участии ферментов оксигеназного или кислород-трансферазного типа. Накопленные к настоящему времени экспериментальные данные свидетельствуют о том, что в растительном организме фенольные соединения характеризуются сравнительно высокой реактивностью. Многие растения способны использовать эти соединения и извлекать запасенную в ниХ^энергию для разнообразных процессов жизнедеятельности. Однако удельный вес фенольных соединений в энергетическом балансе растений еще подлежит выяснению.
Обобщая имеющиеся сведения по катаболизму фенольных соединений, У. Маргна и Л. Лаанест [149] резюмируют, что, хотя растения и обладают способностью расщеплять полифенолы и эту способность в отношении экзогенных полифенолов с заметной эффективностью могут реализовать, катаболизм эндогенных полифенолов в физиологических условиях, очевидно, весьма слабо выражен или даже совсем нс свойствен нормальному метаболизму. Пока не будут получены данные, которые достоверно доказали бы противоположное, нет основания говорить о метаболической мобилизусмости углерода полифенолов, и по крайней
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail nahutaaweiSirambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail nahutaaweiSirambler ruмере бензольные ядра их молекул являются практически стабильными конечными продуктами метаболизма растений. Следует отметить, что экспериментальные работы в этом направлении затруднены вследствие отсутствия индивидуальных фенольных соединений с достаточно высокой радиоактивностью, неизученности ферментных систем, расщепляющих полифенолы в высших растениях, а также большой сложности и различия природных фенольных комплексов.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail nahutaaweiSirambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail nahutaaweiSirambler ru
Вопрос о функциях фенольных соединений в процессах жизнедеятельности организмов представляет значительный интерес с общебиологической точки зрения. Многие исследователи считали полифенолы отбросами растительного организма, продуктами разложения, которые не принимают участия в обмене веществ. Однако уже в конце XIX ст. некоторые ботаники и физиологи приходят к выводу, что физиологическая роль полифенолов, возможно, очень сложна. Широкое распространение и разнообразие фенольных соединений, по мнению этих авторов, говорит о том, что они выполняют какие-то еще не изученные функции, причем роль их в разных растениях может быть различной [74]. Идея об участии фенольных соединений в окислительно- восстановительных процессах была выдвинута впервые В. И. Палла- диным [175]. Он предположил, в частности, что флавоны и антоцианы в сочетании с пероксидазой принимают участие в дыхании растений, являясь переносчиками водорода дыхательного субстрата на конечных этапах дыхания. Исходные фенольные соединения В. И. Палладии называл хромогенами, а их хинонные формы — дыхательными пигментами. Большую роль в переносе водорода в дыхательном цикле играют реакции окисления — восстановления аскорбиновой кислоты. Ферментативное окисление аскорбиновой кислоты может происходить прямым путем при участии специфической аскорбиноксидазы, а также через полифенолоксидазу, полифенолы и соответствующие хиноны с образованием дегидроаскорбиновой кислоты [106].
Система полифенол + полифенол оксидаза способна осуществлять в растительных тканях широкий круг вторичных окислительно-восстановительных реакций. Функция полифенол оксидазы при этом состоит лишь в переносе водорода фенольного субстрата на О2 воздуха. Образующиеся же одновременно хинонные формы о-дифенолов (таких, например, как хлорогеновая кислота, эпикатехин, кверцетин), обладая высокими окислительно-восстановительными потенциалами [74], уже неферментативно отнимают атомы водорода от разнообразных доноров. Известно также, что хиноны являются первичными продуктами окисления растительных фенолов и, следовательно, их можно считать катализаторами биологических процессов. Таким образом, с помощью пары полифенол-полифенолоксидаза химические потенции растений могут быть значительно расширены [772].
Эта идея получила дальнейшее развитие в работах многих исследователей [122]. Наиболее реакционноспособными интермедиатами дыхательной системы являются фенольные соединения с о-диоксигруппи- ровками. Донорами электронов и протонов для этой системы могут выступать метаболизирующие соединения фотосинтетической клетки, а также восстановительный цитохром с [2, 531].
Не менее важным свойством фенольных соединений является их способность взаимодействовать с белками. Связь фенольных соединений с белковыми молекулами может, по-видимому, происходить через гидроксилы фенольных соединений и карбонильные группы белков, а хинонные формы фенольных соединений взаимодействуют с аминными и тиоловыми группами белков [7, 196]. Легкость взаимодействия полифенолов с ферментами, образование водородных связей и блокировка сульфгидрильных групп позволили М. Н. Запрометову предположить, что некоторые фенольные соединения могут служить аллостерическими эффекторами ферментативных процессов [75], Другая возможность заключается во взаимодействии радикалов фенольного ингибитора и белка по активному центру [25]. Показано также снижение активности ферментов за счет уменьшения количества активных центров, связанных с окислением SH-групп фермента и образование S—S-связей [4]. Фермент-фенольное взаимодействие, по-видимому, является одним из важных элементов в общей регуляции метаболического процесса [5, 6, 193]. Существует достаточное число доказательств того, что активность ферментов может как подавляться, так и стимулироваться фенолами.
Особого внимания заслуживает вопрос об участии фенольных соединений в энергетическом обмене клетки. Выяснению функций растительных фенольных соединений в процессах запасания энергии в клетке в последнее время исследователи стали уделять значительное внимание в связи с их возможной ролью в качестве регуляторов энергообмена фотосинтезирующей клетки. Способность высших растений, а также других фотосинтезирующих организмов к расщеплению бензольных колец и включение их осколков в состав метаболитов не вызывало у исследователей сомнений в том, что фенольные соединения используются растениями как энергетический материал [76, 308].
В последнее десятилетие появились данные, свидетельствующие о возможности непосредственного воздействия фенольных соединений на энергетические процессы, протекающие в митохондриях и хлоропластах. Получены прямые экспериментальные данные о влиянии полифенолов на окислительные процессы митохондрий. Установлено [595], что добавление 5 • 10~4М 4-метилпирокатехина к митохондри ям проростков салата значительно ускоряло окисление НАД * Н2. Метанольный экстракт из сухих семян салата (содержащий фенольные вещества) оказывал такое же действие. 10""4 М 4-метилпирокатехина ингибирует эндогенное дыхание митохондрий, а также их дыхание в присутствии субстрата а-кетоглутарата. В последнем случае добавлениефе- нэлтиомочевины (5- К)"4 М) снимает ингибирование, по-видимому, в результате подавления образования хинонов (за счет ингибирования фенолазы). Добавление хлорогеновой кислоты 1 • 1СГ4—2 - 10'4 М не влияет или очень мало влияет на дыхание митохондрий, очевидно, в связи с тем, что хиноны, которые образуются из 4-метилпирокатехина и хлорогеновой кислоты, отличаются по своему ингибирующему действию, Е. Вайнбах и Дж. Гарбус [792], изучая окислительное фосфорилирование в митохондриях печени крысы и влияние на этот процесс ряда синтетических фенольных соединений, обнаружили, что происхо-
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail nahutaawe(SJrambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail nahutaawe(SJrambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail nahutaawe(SJrambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail nahutaawe(SJrambler ru
дит накопление фенольных соединений в митохондриях, связывание их с белками, возможно, сопровождающееся изменениями в конфигурации ферментов митохондрий.
Значительное число данных имеется о влиянии фенольных соединений на процессы окислительного фосфорилирования в качестве разобщителей [541, 578, 741, 8031. Показано, что флоридзин и Р-ингибитор из картофеля (комплекс полифенолов) увеличивают связывание неорганического фосфата одноклеточной водорослью Scenedesmus при освещении [766]. Обнаружен ингибирующий эффект влияния флавоноидов на окислительное фосфорилирование у огурцов [745]. Фенольные соединения являются также природными кофакторами фотосинтетического фосфорилирования [216].
Флавоноиды участвуют в процессах переноса электрона и сопряженного с ним фотофосфорилирования [5, 161, 281]. Наибольшей активностью обладает кверцитин в широком диапазоне концентраций (Ю-3—10”' М), ингибирующий нециклическое фотофосфорилирование и восстановление акцепторов реакции Хилла. Апигенин, рутин ингибируют эти реакции только в высоких концентрациях, причем рутин в низкой концентрации активирует циклическое и нециклическое фотофосфорилирование. С увеличением гликозильного остатка ингибирующий эффект производных агликонов кверцетина и кемпферола уменьшается. Кемпферол подавляет все типы фотофосфорилирования с ФМС, НАДФ+, витамином К3 и метилвиологеном [715], ингибирует фотовосстановление НАДФ+, сопряженное с синтезом АТФ. В отсутствие кофакторов фосфорилирования АДФ и Фн под влиянием кемпферола наблюдается незначительное торможение скорости электронного транспорта с ДХФИФ и витамина К3. Ингибирует кемпферол М2+-зависимую АТФазу, а его малые концентрации стимулируют трансактивируемую Са2+-зависимую АТФазу, но при дальнейшем увеличении концентрации флавоноида активность фермента падает. Сравнение эффекта ингибирования различными флавоноидами синтеза АТФ с витамином К3 и ФМС в качестве акцепторов электрона показало, что кемпферол и кверцетин одинаково и полностью подавляют синтез АТФ. Три других гликозида (производные кемпферола и кверцетина) обладают меньшим эффектом.
Таким образом, фенольные соединения влияют на энергетические процессы фотосинтезирующей клетки. В зависимости от своей структуры они подавляют в большей или меньшей степени фотовосстановление НАДФ+ и фотофосфорилирование. Предлагаются разные механизмы ингибирования фенольными соединениями энергетики фотосинтеза, но наиболее вероятным может быть окислительно-восстановительные превращения фенольных соединений при встраивании в электронтранспорт- ную цепь фотосинтетического аппарата.
Фенольные соединения оказывают определенное действие на нуклеиновый обмен [16, 114]. Обнаружено, что кумарин в отличие от транс- коричной кислоты вызывает увеличение содержания ДНК в ядрах клеток кончиков корней гороха, а наряду с ИУК способен индуцировать синтез РНК в гипокотилях подсолнечника [447, 542].
Важнейшая функция фенольных соединений — защита растений от разнообразных вредных воздействий извне. Значительное количество растительных фенольных соединений, принадлежащих практически ко всем основным их классам, обладает антибиотической или фитонцидной активностью. Находясь постоянно в тканях и выделяясь в окружающую среду в ходе обменных процессов или при повреждениях, эти соединения являются важным фактором устойчивости и выживания растений. Выраженная антибиотическая активность отмечена у простых фенолов, способных к окислению в хиноны (пирокатехин, гидрохинон) и особенно у образующихся из них хинонов [2151. Фенолкарбоновые кислоты участвуют в защите растений от вредителей, в основном грибковой природы, а также обладают и антибактериальным действием [26, 64, 81, 138].
Антибиотическая активность свойственна флавоноидам, кумаринам и др. Например, фенольные гликозиды оболочки клеток сфагновых мхов предотвращают гниение отмершего мха и, таким образом, способствуют образованию торфа [ 147L Аналогичное действие оказывают фенольные (лишайниковые) кислоты, угнетающие размножение грампо- ложительных бактерий [266]. Описано бактериостатическое действие ряда флавоноидов на Staphylococcus aureus.
Еще одно направление исследований в области полифенолов связано с изучением их способности действовать в качестве акцепторов свободных радикалов и ингибиторов цепных реакций [251 J. С этим свойством фенольных соединений в значительной мере связана их антиоксидантная активность по отношению к жирам, имеющая важное практическое значение [2]. Кроме того, образованные свободные радикалы фенолов могут подавлять процессы фотовосстановления НАДФ+, фотофосфорилирования и окислительного фосфорилирования, т. е. энергетический обмен клетки [5, 258, 557].
Участие в регуляции роста — одна из важнейших функций растительных фенольных соединений. Это участие многообразно. Фенольные соединения по их действию на ростовые процессы могут быть разделены на три группы: неактивные, стимуляторы и ингибиторы. Фенольные стимуляторы роста осуществляют свое действие преимущественно через активацию биосинтеза (ИУК) или через защиту ИУК от разрушения. Ингибиторы фенольной природы действуют на рост 1) путем подавления биосинтеза ИУК и активации разрушения ИУК; 2) снижения активности фитогормонов ИУК, ГК или цитокининов; 3) разобщения дыхания и окислительного фосфорилирования; 4) ингибирующего действия хинонных форм фенолов на основные метаболические процессы.
По мнению одних авторов, фенолы не участвуют в регуляции роста, поскольку они локализованы в закрытых компартментах клетки, таких, как вакуоли. Другие исследователи 191, 216] полагают, что по крайней мере некоторые фенолы обладают стимулирующими свойствами в отношении роста (имеются в виду свойства кофейной, феруловой и хлорогеновой кислот). Третья группа исследователей считает, что некоторые фенолы, такие, как халконы, изофлавоны, n-кумаровая кислота и ее производные, ингибируют рост [92, 94, 468], а диоксифенолкарбоновые кислоты выступают действительно как стимуляторы. Дока- 10-2921 !45
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahulaawei^rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahulaawei^rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahulaawei^rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahulaawei^rambler.ru
зывается существование регуляторных свойств фенолов с положительным и отрицательным знаками действия. Нередко противоположные выводы делаются в отношении одних и тех же соединений [135, 179].
В значительной степени наблюдаемая разноречивость объясняется различиями в концентрации и дозировке исследуемых веществ. Для многих фенольных соединений доказан переход стимулирующего эффекта в ингибиторный с увеличением концентрации вещества [91, 111, 135]. Существенно и то, что фенольные соединения, принадлежащие к различным классам, группам, оказывают различное влияние на рост растений [54, 91, 135]. Ингибируют ростовые процессы преимущественно о- и n-фенолы, а стимулируют ;и-фенолы [111, 156]. Эти различия чаще всего объясняются тем, что фенольные соединения действуют на процессы роста не непосредственно, а через систему ИУК — оксидаза ИУК. Монофенолы и метаполифенолы обычно выступают в роли активаторов ИУК-оксидазы и, следовательно, ингибируют рост, а о-дифенолы подавляют активность ИУК-оксидазы и, следовательно, стимулируют рост. Имеются также данные о синергическом действии фенольных соединений и ауксинов [19, 90]. В частности, при совместном действии феруловой кислоты и ИУК было отмечено явление синергизма этих веществ, но при разных концентрациях взятых компонентов. ИУК усиливала стимуляцию роста культуры тканей топинамбура и овса в присутствии хлорогеновой, кофейной и хинной кислот [90]. И хлорогено- вая кислота, и ИУК являются стимуляторами роста. При совместном их действии стимуляция роста растений значительно повышается. По- видимому, происходит суммирование действия ИУК и хлорогеновой кислоты.
Участвуя в регуляции роста растений, фенолы находятся в тесном контакте с индольными стимуляторами роста — ауксинами. Эти два класса веществ имеют следующие точки соприкосновения: фенолы (пирокатехин, протокатеховая, хлорогеновая и кофейная кислоты) активируют превращение триптофана в ИУК [66]. Фенолы в условиях, которые ведут к их окислению, реагируют с триптофаном, образуя ИУК [441]. Промежуточным продуктом превращения триптофана в ИУК являются индол ил пировиноградная кислота, а также индол ил ацетальдегид и триптамин, т. е. один из возможных путей влияния фенолов на рост — регуляция ими различных участков синтеза индольных соединений внутри клеток.
Кроме влияния фенолов на рост через биосинтез индолов, возможно их влияние на разрушение ИУК, что может в итоге модифицировать ростовой процесс. Фенолы способны инактивировать избыточные количества ИУК, превращаясь предварительно под действием полифено- локсидаз в хиноны, причем тормозящее действие фенолов на рост может быть усилено в случае, если они превращаются в форму хинонов. И, наконец, фенолы регулируют уровень индольных ауксинов, меняя активность ауксиноксидазы. Обнаруженная разными авторами взаимозависимость действия ауксина и фенольных соединений на рост свидетельствует о тесной связи этих соединений в обмене веществ [750]. Фенолкарбоновые кислоты с одним гидроксилом в бензольном кольце, а также флавонолы с одним гидроксилом в кольце В ведут себя как ко-
факторы фермента ауксиноксидазы, в то время как аналогичные соединения с двумя гидроксилами несут функцию ингибиторов ауксиноксидазы 1392].
Однако в целом ряде исследований отмечено угнетение оксидазы ИУК под влиянием некоторых полифенолов. Авторы этих работ считают, что полифенолы разрушают ауксиноксидазу и в результате этого в растениях накапливается ИУК, которая стимулирует рост. Следовательно, фенолы действуют на рост, изменяя активность ауксиноксидазы [421]. В. И. Кефели считает [91], что инактивация ИУК ингибиторами полифенольной природы происходит путем образования ими комплексов с ИУК при участии полифенолоксидаз. По мнению Д. Захера [697], природные ингибиторы действуют как ловушки свободных радикалов, блокируя промежуточные продукты реакции окисления ИУК. Несмотря на то что механизм инактивации ИУК полифенолами не выяснен окончательно, накоплено уже довольно много фактов, которые доказывают существование влияния полифенолов на ИУК-оксидазу и на действие самой ИУК. Таким образом, некоторые полифенолы (о-ди- феноловая, кофейная и хлорогеновая кислоты) ослабляют разрушение оксидазы ИУК. Другие усиливают разрушение ИУК и действуют как кофакторы оксидазы ИУК (это монофенол ^-кумариновая кислота). Кроме того, отдельные фенолы увеличивают образование ИУК из триптофана.
Сходство химического строения соединений, имеющих ингибиторные или кофакторные свойства, дает возможность предположить, что они могут легко взаимопревращаться и тем самым изменять уровень ИУК в растении [461]. Действие полифенолов и флавоноидов на активность оксидазы ИУК, а следовательно, и на уровень ИУК в растении зависит также от концентрации этих веществ [139]. Как установлено, ряд фенольных соединений (в частности, флавоноидные агликоны и гликозиды, некоторые фенолокислоты и коричные кислоты), возможно, и не играют существенной роли как регуляторы роста растений, но оказывают на ростовые процессы слабостимулирующее или тормозящее влияние в зависимости от их концентрации в растительных тканях в данный момент [91, 135].
Наряду со стимуляторами в регулировании ростовых процессов принимают участие и ингибиторы роста, которые являются антагонистами ауксинов, т. е. снимают стимулирующий эффект ауксина на рост [91, 215]. В частности, показано [91], что наряду с сильным ингибитором терпеноидной природы — абсцизовой кислотой, функции ингибиторов роста могут выполнять также фенольные соединения. Фенольные ингибиторы, в противоположность абсцизину, подавляют ростовые процессы за счет накопления их больших количеств в клетках. Наиболее вероятным путем, которым они тормозят ростовые процессы, является путь неспецифического ингибирования общего метаболизма, своеобразная наркотизация функционирующих клеток [94]. Подобного рода действие фенольных ингибиторов роста может осуществляться, например, через такой неспецифический участок метаболизма, как АТФ [58]. Действуя через подавление синтеза АТФ в клетке, фенольные ингибиторы способны подавлять активность всех синтетических процес-
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail oahutaawe®rambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail oahutaawe®rambler ruсов. Вышеназванные свойства фенольных ингибиторов не позволяют рассматривать их как растительные гормоны, поскольку они действуют на рост в высоких концентрациях. Однако, учитывая прямое воздействие на интенсивность ростовых процессов, природные ингибиторы следует отнести к группе регуляторов общего негормонального типа [91].
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail oahutaawe®rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail oahutaawe®rambler ru
Таким образом, участие фенолов в регуляции роста растений установлено, но механизм действия фенольных соединений на рост растений пока изучен недостаточно. Существенное место в этом механизме принадлежит воздействию фенольных ингибиторов ростовых процессов на разные звенья ферментативной трансформации ауксинов — индольных фитогормонов: на синтез ауксина из триптофана, на декарбоксилирование триптофана и окисление ИУК.
ФЕНОЛЬНЫЕ СОЕДИНЕНИЯ ВОДОРОСЛЕЙИ ИХ ФИЗИОЛОГИЧЕСКАЯ РОЛЬ
Клеточные фенольные соединения. Стимуляцию и торможение деления клеток у одноклеточных водорослей часто связывают с веществами, которые они выделяют в среду как в природных условиях, так и в условиях лабораторной культуры [49, 73]. Однако их химический состав и механизмы влияния изучены мало. Сведения относительно наличия у водорослей фенольных соединений носят фрагментарный характер. Систематические исследования этой группы соединений у низших фотосинтезирующих организмов не проводились, хотя данные представляют интерес как в плане биохимической эволюции, так и в связи с выяснением функции этих соединений у растительных организмов с относительно простой организацией.
Первые сведения о наличии у водорослей фенольных соединений сложной природы получены для представителей семейства Rhodomela- сеае [591], а также для культур некоторых мутантных линий Chlamydo- monas [607].
Были выделены и идентифицированы только три фенольных соединения, в частности 5-бром-3,4-диоксибензолальдегид, 2,3-дибром-4,5- диоксибензиловый спирт (ланозол) и 2,3-дибром-бензилалкоголь-4,5- дисульфат (ланозолдисульфат) из Polysiphonia morrowii и Р. lanosa (семейство Rhodophyceae) [704]. Впоследствии выяснилось, что ланозол и другие фенольные соединения довольно широко распространены у представителей Rhodomelaceae. Одно из первых природных фенольных соединений, содержащих бром в кольце,— 2,3-дибромбензилалкоголь- 4,5-дисульфат (двухкалиевая соль), на долю которого у Polysiphonia приходится более 4 % сухого вещества [474].
В водорослях семейства Rhodomelaceae выявлено по два и более различных бромфенольных соединения [427]: у Polysiphonia lanosa — 8, Р. fruticulosa — 4, Р. nigrescens — 3, Rhodomela subfusca — 3, Polysiphonia morrowii — 3. Два фенольных соединения — 5,6-ди- бромпротокатехальдегид (С7Н4О3Вг) и 2,3-дибром-4,5-диоксибензил о- вый спирт — найдены у Rhodomela larix [523].
Бромированные фенолоспирты и фенолоальдегиды выделены из разных семейств красных водорослей, а также найдены в морской воде в
зоне их произрастания. Наличие бромфенолов отмечено [285] у 14 видов красных водорослей французской флоры. У Odonthalia dentata и Rhodomela confervoides идентифицирован 3,5-дибром-п-оксибензило- вый спирт в количестве 0,024 и 0,003 % к сырой массе [351]. Основными фенольными компонентами у исследованных водорослей были 2,3- дибром-4,5-диоксибензиловый спирт (ланозол) и 5-бром-3,4-диокси- бензальдегид. Некоторые из обнаруженных фенольных соединений не идентифицированы.
У большого количества красных водорослей — представителей Се- ramiaceae, Delesseriaceae, Bonnemaisoniaceae, Rhodophyllaceae, Co- rallinaceae, Rhodomelaceae — выявлены бромфенолы и сделан вывод о возможном годичном колебании в их содержании (обнаружение в один период и отсутствие в другой) [655]. Наиболее распространенным фенольным компонентом исследованных красных водорослей является ланозол, который встречается в значительно больших количествах среди других бромфенолов.
Из красной водоросли Lenormandia prolifera выделены и идентифицированы 12 бромсодержащих компонентов, причем основными фенолами флоридорубина (бромированного красного пигмента) были 2,3-дибром-4,5-диоксибензиловый спирт (ланозол) и 3,5-дибром-п-оксибен- зиловый спирт [698].
При изучении внутриклеточной локализации бромированных метаболитов показано, что у красных водорослей бромфенолы локализованы в специфических клеточных включениях цитоплазмы (хлоропластах, срединных ламеллах), а также в наружной клеточной стенке [474, 477, 655, 657]. Характерной особенностью представителя рода Laurencia является наличие соединений брома в цитоплазматических пузырьках [807]. Постоянное присутствие СС-структур у видов Laurencia с галогенным метаболизмом свидетельствует о том, что эти характерные клеточные структуры могут быть местом первичной локализации галогенсодержащих природных продуктов. У красной водоросли Odonthalia dentata [474, 150] установлено происхождение брома из бромфенолов, которые мигрируют из хлоропласта в кутикулу.
При сравнительном изучении содержания бромфенолов на примере 19 видов морских водорослей (Chlorophyta, Phaeophyta, Rhodophyta) показано [623], что наиболее низкие их концентрации у бурых и наиболее высокие у красных водорослей. Содержание брома на сухую массу водорослей варьировало от 0,024 до 0,247 % у зеленых, от 0,020 до 0,40 % у красных, от 0,015 до 0,054 % у бурых. Из бурых лишь у Chondria armata и Codium elongatum отмечено относительно высокое количество бромсодержащих соединений (от 0,4 до 0,25 % соответственно).
У некоторых красных водорослей обнаружены различные по химической структуре полифенолы типа пирокатехолов [694]. Видам из рода Polysiphonia характерны фенольные соединения, не связанные с углеводами. Другой тип полифенолов имел различные углеводы, количество которых не превышало 7—9 %. У Dasycladus sp. молекула полифенола содержала маннозу и галактозу в соотношении 1 : 2, у Wran- gelia sp.— глюкозу и галактозу в соотношении 1 : 1, а у Furcellaria
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:Dahutaawe®rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:Dahutaawe®rambler.rufastigiata — только глюкозу. В целом около 70 % красных водорослей, произрастающих на побережье Швеции, содержали фенольные соединения. У зеленых водорослей наличие этих соединений установлено лишь в редких случаях, а довольно высоким их количеством характеризовались некоторые виды бурых водорослей.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:Dahutaawe®rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:Dahutaawe®rambler.ru
О наличии фенольных соединений у бурых водорослей свидетельствуют другие данные [351, 428, 430, 463, 680]. В частности, у Sargassum riglodianum найдены соединения типа конденсированных дубильных веществ. Конденсированные фенолы (вероятно, флавоны и катехинного типа таннины, среди продуктов щелочного гидролиза которых был обнаружен флороглюцин) характерны для Phaeophyceae [351, 632]. Количество флороглюцина у целого ряда бурых водорослей достигало 0,1—0,5 % сухой массы [428]. Флороглюцин обнаружен у 17 видов бурых водорослей, принадлежащих к 10 родам семейства Phaeophyceae [430]. На некоторых стадиях развития Cystoseira количество флороглюцина достигало почти 50 % к общей фенольной фракции, или 1—2 % сухой массы таллома.
У некоторых видов Laminaria (L. digitata, L. sacbarina, L. clousto- ni) в большом количестве имеются фенолы неизвестной структуры — «феофитные таннины» [694]. Содержание полифенолов у бурых водорослей Ascophyllum nodosum и Fucus vesiculosus составляло 7—14 % сухой массы в зависимости от сезона [680, 682]. У A. nodosum установлено наличие низкомолекулярного «фенольного предшественника» и сульфатированных полифенолов у 20 видов бурых водорослей [681]. Считают [680, 681], что широкое распространение этих соединений у водорослей может быть связано с адаптацией водорослей к природным условиям. У Fucus vesiculosus выделена смесь трех ацетилированных фенолов и установлена их структура, которая была идентична для смеси низко- и высокомолекулярных олигомеров. Из Cystoseira tamariscifolia, Dictyo- ta dichotoma, Laminaria ochrobuca выделены и идентифицированы четыре фукофлорэтола, а также флорэтолы. Большинство этих компонентов обладало свойствами таннинов и было названо «флоротаннина- ми» [430, 43]. Из бурой водоросли Halidrys siliguosa выделены полиоксифеноловые эфиры и установлено наличие ряда других флоротанни- нов [431].
Наряду с красными и бурыми водорослями производные бромбен- зола обнаружены и у зеленых водорослей. Например, в эфирных вытяжках Cymopolia barbata выявлены биологически активные соединения, обладающие бактерицидным и фунгицидным действием [478], причем основным бромсодержащим веществом этой водоросли был ци- мопол (С16Н21ВгО2), количество которого составляло около 0,7 %. Кроме него найдены: циклоцимопол (С16Н20Вг2О2)— 0,2 %, монометиловый эфир циклоцимопола (С17Н23ВгО2) — 0,06 %, цимополон (С16Н19ВгО3), изо-цимополон — 0,005 %, цимопохроменол — в следовых количествах.
У Spirogyra sp. найдены фенольные соединения типа дубильных веществ гидролизуемого ряда, которые при кислотном или ферментативном гидролизе давали галловую кислоту и глюкозу [632]. Полифенолы типа пирокатехолов обнаружены у небольшого количества зеленых
водорослей западного побережья Швеции [694]. Зеленые водоросли Адриатического моря содержали о-дифенолы.
У представителей Chlorophyceae обнаружен допамин (3,4-дигидро- ксифенилэтиламин), который присутствовал в Monostroma в количестве 0,3 % сырого вещества, и галлоилтаннин — Signemataceae [351, 764]. Допамин является естественным субстратом фенолазы у исследованных организмов. Физиологическая роль этого вещества окончательно не выяснена. Предполагают [675], что допамин может ингибировать рост планктона и влиять на морфологию водорослей.
У Nitella hookeri идентифицированы два флавоноида — виценин (6,8-С-диглюкозил апигенина) и люценин (6,8-С-диглюкозидлютеоли- на) [584].
Фенольные соединения обнаружены и у Chara brachypus, в составе которых в значительном количестве представлены коричная, ванилиновая, /г-оксибензойная, цнс-п-кумаровая, хлорогеновая, неохлороге- новая и флоретиновая кислоты. Общее их содержание в растительном материале составляло 7,66 мкг/г сырой массы [782].
Количество фенольных соединений в клетках бактериально чистой культуры Chlorella колебалось в зависимости от фазы роста культуры от 0,42 до 0,59 % в расчете на сухую биомассу [222].
Coelastrum microporum выделяла вещество, идентифицированное как дигидрокумарин и обладающее ихтиотоксическим действием [18].
Наличие фенольных соединений установлено и у прокариотических форм водорослей. Так, у синезеленой водоросли Calothrix brevissima West, обнаружены простые бронированные фенолы, среди которых идентифицированы ланозол и 3, 5-дибром-я-оксибензиловый спирт [654].
Соединения типа полиантрахинонов обнаружены в метаболитах синезеленых водорослей рр. Microcystis, Anabaena, Phormidium [224]. Определенный набор фенольных соединений (в основном, простые фенолы, фенолкарбоновые кислоты и флавонолы) характерен для сине- зеленых водорослей родов Microcystis, Anabaena, Phormidium и др. [108]. Уровень накопления эндогенных фенольных соединений у исследованных представителей Cyanophyta, а также качественный состав их зависят от вида, возраста и условий выращивания.
Внеклеточные фенольные соединения. Среди экзогенных метаболитов водорослей обнаружен большой набор соединений с высокой физиологической активностью и разнообразной химической природы. Особый интерес представляют полисахариды — гетероглюкозиды, агликонами которых служат вещества флавоновой природы [140, 181]. Эти соединения широко распространены в растениях. С их функционированием связывают процессы размножения и дыхания, накопление пентоз и гексоз, детоксикацию веществ, ядовитых для растительных клеток [94]. Выделение гликозидов из клеток отмечено у растительных тканей [98]. Желтый цвет центрифугатов большинства старых культур водорослей объясняют накоплением в среде соединений фенольной природы, токсичных для многих водорослей [353, 351, 513, 706]. Изменение окраски культуральных сред (от слабо-желтой при низких значениях pH до интенсивно-желтой при высоких) и их восстанавливающая способность косвенно свидетельствуют о наличии в фильтратах
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail pahuiaawetarambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail pahuiaawetarambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail pahuiaawetarambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail pahuiaawetarambler ru
водорослей соединений флавоновой природы. Присутс твие соединений флавоновой природы в озерной воде связывают как с гуминовыми кислотами [706], так и жизнедеятельностью водорослей [181]. Это тем более вероятно, что соединение флавоновой природы было обнаружено в фильтрате Chia my domonas [353], а желтоокрашенные органические вещества — в прибрежной морской воде [278].
Экскреция фенольных веществ отмечена у ряда бурых водорослей, и в первую очередь у Fucus vesiculosus [241, 350, 732]. На ее интенсивность оказывают влияние pH, соленость, интенсивность освещения и температура. Относительно химической природы желтых веществ, выделяемых фукусом, известно, что в них присутствуют конденсированные фенолы типа флавонолов или катехина. Химическая инертность и устойчивость к бактериальному разложению, свойственные фенолам, могут способствовать длительной сохранности их и накоплению в воде [278]. Фенольные компоненты выделяются F. vesiculosus в количестве 0,05 % сухой массы растения за 24 ч при температуре 6—7 °C [731]. Окрашенные внеклеточные вещества обнаружены в культурах бурой водоросли Ectocarpus confervoides [278, 405], а также Ascophyllum nodosum [806], в то время как F. vesiculosus выделяет в воду ряд простых фенолов, в выделениях A. nodosum и Laminaria hyperborea отмечен только один фенол. Установлено присутствие фенолов в составе метаболитов одноклеточных морских водорослей Platymonas viridis и Nephrochloris salina [219, 220], причем суммарное количество соединений фенольной природы в культуральной жидкости Р. viridis увеличивалось с возрастом культуры и достигало 1,2 мг/л.
В культуральной среде зеленой водоросли Chlorella sp. выявлены полифенольные соединения флавоноидной природы, которые накапливались в количестве от 0,61 до 1,04 % в расчете на органическое вещество среды и подавляли рост водорослей. Отмечено, что наличие и уровень отдельных групп этих веществ связаны со стадией развития культуры и условиями выращивания [221, 223]. Среди продуктов выделения зеленой водоросли Fritschiella tuboerosa (Chaetophorineae) также были обнаружены фенольные соединения [600]. Продуцентами веществ фенольной природы могут быть многие протококковые водоросли, в частности представленные в табл. 22, причем одним из фенольных веществ, выделяемых ими в процессе жизнедеятельности может быть кетон алкалоидного типа.
Состав выделяющихся фенолов аналогичен у водорослей, относительно далеких в систематическом положении (Chlorococcum, Chlamy- domonas); близки показатели содержания фенолов в среде у зеленых и синезеленых водорослей [554]. Выделяют фенольные соединения в окружающую среду и представители Суanophyta. В культуральной среде у Calothrix brevissima обнаружены в следовых количествах 2,3-ди- бром-4,5-диоксибензиловый спирт (ланозол) и 3,5-дибром-м-оксибен- зиловый спирт и в значительном количестве 2,3,5-трибром-п-оксибен- зальдегид и соответствующий спирт [654]. Установлено выделение биологически активных веществ фенольной природы в культуральную среду и у других видов Cyanophyta [259]. Эти вещества являются ингибиторами или промоторами роста Staphylococcus aureus.
Таблица 22. Содержание растворенных фенолов и РОВв культурах водорослйе
1244]
Вид водорослей
Фенолы, мг/л
Фенолы, % к РОВ
РОВ, мг/л
Scenedesmus acuminatus S. quadricauda S. bijugatus S. arcuatus Oocyst is lacustris O. submarina Chlorella vulgaris Kirchneriella irregularis Tetraedron minimum Ankistrodesmus angustus Ankistrodesmus sp. Lambertia ocellata Characium simplicissimum Micractinium quadrisetum Dictyosphaerium pulchellum Coelastrum microporum C. sphaericrum Anabaena sp.
0—2,50—1,850—1690—2,10—4,415—1430—1,30—1,180—1660,851,71051,30,81470,050,051051,4—1,90,8—1,4101—2311,30,69188001071,45 0,11,140,071261450—1,80,0967—2002,70,039010—4,20—2,240—5503,10—0,6844—3600,6—1,20,3—2,061—1910036—1330—3,70-0,95294—3950—2,50—1,850—1690—2,10—4,415—1430—1,30—1,180—1660,851,71051,30,81470,050,051051,4—1,90,8—1,4101—2311,30,69188001071,45 0,11,140,071261450—1,80,0967—2002,70,039010—4,20—2,240—5503,10—0,6844—3600,6—1,20,3—2,061—1910036—1330—3,70-0,95294—395Как показали наши исследования [109], количество выделяемых синезелеными водорослями фенольных соединений в культуральную среду составляет от 0,48 до 3,46 мг/л (табл. 23). Максимальное количество фенольных соединений обнаружено в культуральных жидкостях Microcystis pulverea и Anabaena variabilis. Сопоставление средних данных по содержанию клеточных и внеклеточных фенольных соединений в культурах исследуемых водорослей позволяет заключить, что их способность к выделению фенольных веществ нс зависит от содержания этих соединений в клетках, а определяется, по-видимому, физиологическим состоянием. У всех исследованных водорослей с возрастом культур количество внеклеточных фенолов повышается. Увеличение
0—2,5
0—1,8
50—169
0—2,1
0—4,4
15—143
0—1,3
0—1,1
80—166
0,85
1,7
105
1,3
0,8
147
0,05
0,05
105
1,4—1,9
0,8—1,4
101—231
1,3
0,69
188
0
0
107
1,45 0,1
1,14
0,07
126
145
0—1,8
0,09
67—200
2,7
0,03
901
0—4,2
0—2,2
40—550
3,1
0—0,68
44—360
0,6—1,2
0,3—2,0
61—191
0
0
36—133
0—3,7
0-0,95
294—395
0—2,5
0—1,8
50—169
0—2,1
0—4,4
15—143
0—1,3
0—1,1
80—166
0,85
1,7
105
1,3
0,8
147
0,05
0,05
105
1,4—1,9
0,8—1,4
101—231
1,3
0,69
188
0
0
107
1,45 0,1
1,14
0,07
126
145
0—1,8
0,09
67—200
2,7
0,03
901
0—4,2
0—2,2
40—550
3,1
0—0,68
44—360
0,6—1,2
0,3—2,0
61—191
0
0
36—133
0—3,7
0-0,95
294—395
метаболитов фенольной природы в культуральной среде с возрастом происходит, по-видимому, как в результате прямого выделения их из клеток, так и вследствие автолитического распада органического вещества отмирающих клеток, накапливающихся по мере старения культуры. Качественный состав внеклеточных фенольных соединений отличается от внутриклеточного меньшим разнообразием. Значитель-
Таблица 23. Содержание внеклеточных фенольных соединений в культуральных жидкостях синезеленых водорослей, мг!л
Культура
Вид водорослейактивнопрекратившая
растущаяРост
Microcystis aeruginosa1>52±0,01'>^±®’^
М oulverea1,99±0,013,46±0,03
Anabaena variabilis1,97±0,032 72±0 01
A cvlindrica1,51 ±0,031,96±0,13
Phormidium uncina- 0,48±0,0 0,74±0,02
P^Hueatum0,51±0,01,92±0,04
AnacysHs nidulans1,22±0,021,46±0,02
ная разница также отмечена в составе экзогенных полифенольных компонентов у активно растущих и прекративших рост культур. Тот факт, что по мере старения культур качественный состав внеклеточных фенольных соединений все больше приближается к составу клеточных, дает основания заключить, что при старении прижизненные выделения водорослей постепенно «разбавляются» соединениями автолитического происхождения, а сам автолиз начинает играть все большую и большую роль в накоплении внеклеточных веществ. Следовательно, содержание внеклеточных фенольных соединений у активно растущих культур синезеленых водорослей в большей степени обусловливается деятельностью жизнеспособных клеток, а у прекративших рост — процессами автолиза.
Неоднократно отмечено продуцирование природными популяциями водорослей веществ биологического действия, и в частности фенольных соединений [50, 108, 181, 678]. Большую роль в этом процессе играет разложение биомассы водорослей, обусловливающих «цветение» воды. Синезеленые водоросли — возбудители «цветения» воды — выделяют соединения фенольной природы в процессе своей жизнедеятельности и при разложении и отмирании. Это ухудшает качество воды, а также является одной из причин автоингибирования клеточного деления самих водорослей-продуцентов или ингибирования ростовых процессов у сопутствующей альгофлоры. Ростингибирующая активность фенольных метаболитов показана нами на примере синезеленых водорослей — возбудителей «цветения» воды в днепровских водохранилищах [ПО, ОЛГ 1
Scanned & Djvued by Pahula Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaawe(®rambler ruScanned & Djvued by Pahula Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaawe(®rambler ruФИЗИОЛОГИЧЕСКАЯ РОЛЬВОДОРОСЛЕВЫХ ФЕНОЛОВ
Scanned & Djvued by Pahula Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaawe(®rambler ru
Scanned & Djvued by Pahula Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaawe(®rambler ru
О физиологической роли фенольных соединений водорослей, и в частности их антибактериальной, антифунгальной и альгицидной^активнос- ти, известно немного.
Отмечена альгицидная активность бромфенолов водорослей в регуляции роста эпифитов и эндофитов [351]. К числу основных активных элементов, обусловливающих антибиотическую активность красных водорослей, относят бромированные фенолы; у ряда бурых водорослей — флоротаннины [426]. Большое количество соединений с антибиотической активностью, оказавшихся бромфенолами (3-бром-4,5-дио- ксибензальдегид; 2,3-дибром-4,5-диоксибензальдегид; 3-бром-4,5-дио- ксибензиловый спирт; 2,3,6-трибром -4,5-диоксибензиловый спирт; 2,3-дибром-4,5-диоксибензил-п-пропиловый эфир; З-бром-4-оксибензи- ловый спирт; 3,5-дибром-4-оксибензиловый спирт; 2,3-дибром-бензи- ловый спирт-4,5-дисульфат) обнаружено у красных водорослей [429]. Большинство из идентифицированных бромфенолов Rhodomelaceae проявляют выраженное противомикробное действие в отношении различных видов микроорганизмов (табл. 24). Наличие сульфатного эфира в молекуле уменьшает антибиотическую и альгицидную активность бромфенолов по сравнению а компонентами, не содержащими сульфатов [659].
Таблица 24. Минимальная ингибирующая концентрация водорослевых бромфенолов, м,кг/мл [429]
Бромфенолы
Тест-микроорганизмы
Bacillus sub- tilis
Esche richia coli
Sarcina pelagia
Serratia marino- r ubra
Vibrio phytoplankton
З-бром-4,5-диоксибензиловый спир!
50
150
100
8
100
З-бром-4,5-диоксибензальдегид 2,3- дибром-4,5- диоксибензиловый
280
200
300
380
180
спирт
2,3-дибром-4,5-диоксибензальдегид
120
160
190
350
200
100
150
100
530
150
3,5-дибром-4-оксибензиловый спирт
100
420
400
600
430
Бромфенолы индуцируют также некоторые морфогенетические изменения бурой водоросли Ulva [411]. В связи с фактом нахождения ла- нозола в морской воде возникают интересные экологические вопросы, касающиеся антагонизма и ростстимулирующего эффекта его на разнообразные группы водорослей. Изучение вопроса о влиянии различных бромфенолов на рост в аксенических условиях в настоящее время находится в стадии исследования.
Установлено [568, 596, 659, 731], что альгицидной и антибиотической активностью обладают не только бромфенолы, но и другие фенольные компоненты, присутствующие в экстрактах различных водорослей (представителей Chlorophyta, Phaeophyta, Rhodophyta), однако действующие начала не были идентифицированы. Антибактериальная активность экстрактов из Rhodophyceae довольно высока и может быть обусловлена наличием простых фенолов. Фенольные вещества большинства зеленых водорослей обладали незначительной активностью или она вообще отсутствовала.
Широкий антибактериальный спектр фенольных соединений из Polysiphonia lanosa обусловлен наличием акриловой кислоты, а также ланозола [731]. Ланозол обладает противомикробной активностью и в этом отношении представляет несомненный практический интерес [474]. Проверка бактерицидного действия экстракта Р. lanosa на микроорганизмы Pseudomonas pyocyanea, Ps. fluorescens, Bacillus subtilis 33, Вас. pumilis, Staphylococcus albus свидетельствует о том, что антибиотические вещества, присутствующие в экстрактах различных водорослей (зеленых, бурых, красных), отличаются по химической структуре и действуют неодинаково на одни и те же организмы [335]. Фенольные соединения из Ascophyllum nodosum также проявляют бактерицидное и бактериостатическое действие против большой группы патогенных микроорганизмов: Bacillus subtilis, Micrococcus pyogenes, Escherichia coli, Salmonella typhosa и др. [463]. Бактерицидной активностью обладают также фенольные соединения, входящие в состав экзометаболитов одноклеточных морских водорослей Platymonas viridis, Nephrochloris salina, Dunaliella tertiolecta [220].
Обнаруженное выделение веществ фенольной природы из клеток Platymonas viridis имеет определенный интерес в связи с лабильностью
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.nahutaawe^rambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.nahutaawe^rambler ruэтих соединений и важной их ролью как возможных токсинов в природных биоценозах. Несмотря на низкую концентрацию этих соединений в культуральной жидкости, они могут влиять на жизнедеятельность, численность и видовой состав других гидробионтов [218]. Химическую активность внеклеточных метаболитов водорослей, и в частности соединений фенольной природы, можно рассматривать как один из существенных факторов, влияющих на формирование РОВ и качество природных вод.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.nahutaawe^rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.nahutaawe^rambler ru
Некоторые танниноподобные вещества, продуцируемые пелагическими морскими водорослями Sargassum natans и S. fluitans, также обладают антибиотической активностью [731].
Исследование влияния антибиотических веществ морского фитобентоса (15 видов) на некоторые виды патогенной микрофлоры показало, что наиболее активными продуцентами являются бурые водоросли Fucus vesiculosa, F. serratus, Laminaria digitata. Красные водоросли Rhody menia palmata, Halosaccion ramentaceum не имеют таких свойств [598]. Среди продуктов экскреции бурых водорослей фенольные компоненты представляют собой интерес из-за их токсического действия на бактерии, водоросли и личиночные формы зооорганизмов, являясь фактором, регулирующим состав естественных биоценозов.
Фенольные соединения, присутствующие in vivo или экскретируемые, могут регулировать распространение и количество эндо- и эпифитов. Такие виды, как Polysiphonia lanosan Odonthalia terrata, относительно свободны от эпифитов и в этом случае, несомненно, может действовать химический регуляторный механизм [598]. Отсутствие эпифитов у зигнемовых водорослей Spirogyra sp. и Mongeotia sp. обусловлено выделением ими танниноподобного дубильного вещества, обладающего альгицидной активностью [641]. Обычно наблюдают, что на ряде водорослей развивается только определенный вид эпифитов. Более того, некоторые виды зарастают эпифитами очень сильно только в определенные периоды года, что совпадает с явными метаболическими изменениями в клетках организма-хозяина. Эпифитизм и паразитизм,— без сомнения, сложные процессы, управляемые множеством факторов, одним из которых может быть наличие фенольных соединений.
Водорослевые фенолы могут быть важными регуляторами роста [676]. Обнаружено ингибирсвание роста ланозолом у Polysiphonia ur- ceolata в концентрации 0,2 ммоль/мкг, а также Porphyridium sp. Концентрации ланозола 4 • 10”6 М стимулировали рост, давая увеличение прироста примерно на 90 %. У Goniotrichum alsidii ингибирования роста не наблюдалось, а стимуляция достигала 50 % [411, 598].
^ Как установлено Р. Акелз [774] при исследовании влияния фенолов на рост одноклеточных морских водорослей, токсичность фенолов зависит от степени вызываемой ими денатурации протеинов, которая в водорослях часто проявляется в клеточном лизисе [596, 774]. О токсичности фенолов свидетельствуют также результаты, полученные позже [598] при исследовании антиводорослевой активности ряда простых фенолов на рост 7 видов одноклеточных морских водорослей. Установлено, что три известных водорослевых фенола (5-бром-3,4-диоксибензаль- дегид, 2,3-дибром-1,5-диоксибензиловый спирт и 3,4-диоксифенилэти- 156
ламин) очень токсичны, как и другие о-диоксисоединения. Мон о гидроксильные соединения заметно менее токсичны. По данным Д. Лахлан и Д. Крайги [598], Skeletonema costatum, Olisthodiscus sp. были менее чувствительны к фенолам по сравнению с другими водорослями. Duna- liella terciolecta — наиболее резистентный организм, в то время как другие виды проявляют умеренную чувствительность. Присутствие или отсутствие клеточных стенок не влияет, по-видимому, на чувствительность к токсинам, так как Derciolecta и Olisthodiscus являются голыми флагеллятами.
Вырабатываемое Fucus vesiculosus фенольное вещество является токсичным для всех исследованных одноклеточных водорослей, представленных основными таксономическими группами, обитающими в море,— Monochrysis lutheri, Skeletonema costatum, Amphidinium carte- rae, Olisthodiscus sp., Porphyridium sp., Dunaliella tertiolecta, Haema- tococcus pluvial is [596]. Концентрация, полностью подавляющая рост, изменяется от 25 мкг/мл для Monochrysis lutheri до 150 мкг/мл для Porphyridium sp. Предполагают, что это вещество фенольной природы является экологическим фактором.
Кумарин в количестве 200 мг/л полностью ингибировал рост проростков Plumaria elegans, Antithamnion plumula, Polysiphonia brodiaei, а в дозе 10 мг/л значительно (почти в 2 раза) стимулировал его. Очевидно, это вещество действует на проницаемость оболочек и на интенсивность дыхания [312]. Кумарин, выделяемый другими зелеными водорослями, в концентрации более 1,37 • 10-3 М задерживал рост Chlorella vulgaris; в концентрации 6,85 • 10“4 М рост клеток не подавлялся, однако увеличивался их объем и выход О2 примерно на 20 % [595].
Поданным Л. Фриш [413], многие простые фенольные соединения оказывают влияние на рост и морфологию морских водорослей и являются возможными естественными регуляторами роста водорослей. К наиболее эффективным из них относятся фенилуксусная кислота и п- ОН-фенилуксусная, действие которых проявляется при концентрации 10“8—10"5 М. Отсутствие ИУК у некоторых видов водорослей (Porphy- ra, Goniotrichum) при наличии фенолов дало основания Фришу считать, что у водорослей ряда видов регуляторами роста служат только фенольные кислоты.
Существует мнение [108], что фенольные соединения, выделяемые в среду синезелеными водорослями, могут участвовать в регуляции роста микроводорослей и процесса их деления. У водорослей Ulva и Monostroma нормальная морфология и завершение жизненного цикла зависят от присутствия фенольных соединений, экскретируемых красными и бурыми водорослями и целым рядом одноклеточных форм. Поэтому водорослевые фенолы должны учитываться при любом обсуждении вопросов, относительно естественной окружающей среды этих растений. Фрагментарные данные указывают на то, что водорослевые фенолы взаимодействуют с водными организмами и могут эффективно применяться для регуляции популяций и выступать в роли эктокринов и поэтому представляют собой потенциальный интерес с точки зрения экологии [346, 598].
Scanned & Djvued by Pahula Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaawetfiirambler.ruScanned & Djvued by Pahula Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaawetfiirambler.ru
Scanned & Djvued by Pahula Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaawetfiirambler.ru
Scanned & Djvued by Pahula Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaawetfiirambler.ru
Экологическая роль метаболитов водорослей может быть различной. Наиболее важной, по-видимому, является трофическая функция. Выделение экзометаболитов водорослями создает в прибрежной зоне водоемов и морей, особенно в зарослях макрофитов, повышенные концентрации РОВ, причем большая часть его представлена низкомолекулярными соединениями и, следовательно, доступна для использования другими организмами.
В связи с появленим в альгологии нового направления — изучения внеклеточных метаболитов водорослей (и в частности, входящих в их состав групп соединений) — в экологической литературе подробно обсуждается вопрос об их роли в «цветении» и самоочищении водоемов, о воздействии на жизнедеятельность и продукцию других видов, об их участии в формировании биоценозов [218, 242, 403]. Именно характером и природой внеклеточных метаболитов (экзометаболитов), и в частности фенольных соединений, объясняется в определенной степени роль водорослей в формировании естественных биоценозов, «цветении» и самоочищении водоемов, повышении урожайности водных культур, развитии перспектив марикультуры и т. д. Причем регуляция метаболитами численности слагающих фитопланктон популяций является основным механизмом изменения его структуры [239].
У водорослей различных типов — красных, бурых, зеленых и синезеленых — имеются соединения фенольной природы, однако качественный состав и количественные характеристики клеточных и внеклеточных соединений фенольной природы исследованы мало. Недостаточно изучены и сами процессы выделения. На основании изложенного можно заключить, что фенольные соединения играют немаловажную роль как в физиологии самих водорослей, так и в их экологическом метаболизме. Физиологическая роль и значение фенольных соединений для высших растений освещены довольно хорошо, а о значении полифенолов для водорослей имеются лишь фрагментарные сведения. В связи с этим изучение биосинтеза, закономерностей выделения фенольных соединений в окружающую среду отдельными видами водорослей представляет значительный научный и практический интерес. Это прежде всего касается синезеленых водорослей, которые характеризуются бурными темпами нарастания биомассы, занимают доминирующее положение в природных биоценозах и относятся к числу основных возбудителей «цветения», т. е. фактически определяют качество воды в водохранилищах различных экологических условий.
Таким образом, фенольные соединения обнаружены как в клетках, так и в среде обитания представителей всех отделов морских и пресноводных водорослей. Качественный состав и количество фенольных соединений колеблется в довольно больших пределах и в сухой массе морских водорослей может достигать 4 %. В составе водорослевых фенольных соединений идентифицированы не только простые фенолы (оксикоричные кислоты), но и более сложные их производные (флавоноиды, полигидроксилированные фенолы, бромфенолы и др.), что свидетельствует о способности талломных растений к биосинтезу этих соединений. В значительном количестве фенольные вещества во-
дорослей накапливаются и в составе РОВ воды. Например, бурые водоросли выделяют их до 1 г/м2 [732].
Биологически активные соединения фенольной природы оказывают существенное влияние на жизнедеятельность не только водорослей, но и других водных организмов. Характер их действия — стимулирующий или ингибирующий эффект — зависит от природы вещества, его концентрации и организма реципиента. Важную роль играют фенолы в определении видового разнообразия гидробионтов, в формировании качества воды и гидробиоценозов, поскольку они обладают широким спектром биологической активности — альгицидной, бактерицидной, фунгицидной и т. д. Однако существующие ГОСТы качества природных вод регламентируют лишь наличие летучих (одноатомных) фенолов антропогенного происхождения и практически не учитывают более реакционноспособные фенолы биологического происхождения. Учитывая полифункциональную биологическую активность фенольных соединений биогенного происхождения и их высокое содержание в евтроф- ных водоемах, необходимо при диагностике качества природных вод принимать во внимание суммарное содержание фенолов как более соответствующее действительным показателям их полноценности. Это реально даже при существующей базе аналитических работ гидрохимического профиля в рамках экологического мониторинга.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail oahuiaaweiSirambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail oahuiaaweiSirambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail oahuiaaweiSirambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail oahuiaaweiSirambler.ru
ГЛАВА 8
ВИТАМИНЫ
КРАТКАЯ ХАРАКТЕРИСТИКАОСНОВНЫХ ВИТАМИНОВ
В химическом отношении витамины представляют сборную группу органических соединений. Физические свойства и физиологическое действие витаминов столь же разнообразны, как и их химическая природа. В отдельную группу природных органических соединений витамины были объединены по признаку абсолютной необходимости их для гетеротрофных организмов в качестве дополнительной к белкам, жирам, углеводам и минеральным веществам составной части пищи. Значительно позднее начали изучаться вопросы о значении витаминов для образующих их автотрофных организмов. Как выяснилось, витамины также необходимы для жизнедеятельности растений и выполняют в основном каталитические функции. Поэтому в характеристике витаминов как особой группы биологически активных соединений выступает их способность в ничтожных концентрациях катализировать ферментативные процессы. По растворимости в воде и жировых растворителях витамины делят на две группы: водо- и жирорастворимые.
Витамин А (ретинол). Изучение начато в 1909 г., синтез осуществлен в 1933 г. Витамин А состоит из смеси циклических ненасыщенных спиртов характерного химического строения с большим числом сопряженных двойных связей (рис. 18, /). Витамины группы А легко окисляются в организме. При отсутствии в пище витамина А в организме животного и человека развивается ряд специфических патологических изменений (А-авитаминоз.) У растений только при достаточном содержании витамина А или его предшественников происходит нормальное прорастание пыльцы и оплодотворение. Витамин А содержится в растениях (овощах, листьях, плодах и др.) в виде провитамина, которым является р-каротин.
Витамин D (кальциферол). Изучение начато в 1916 г., в 1931 г. осуществлен синтез. Встречается витамин D в виде нескольких витамеров, которые можно рассматривать как производные стеролов. Наиболее распространены D2 и D3 (рис. 18, 2—3). Провитаминами их являются соответственно эргостерол и холестерол, которые переходят в активную форму в результате структурных изменений в их составе под действием солнечной радиации. Витамин D входит в состав активной группы биокатализаторов сложной природы, принимающих участие в обмене фосфора.
1 1-2921
C—CH2
2
7
ОПЗ
CH2-CH2OH
H CH2-(CHOH)3-CH2OH
N
H3C-(.
CH2OH
H
CH Cz
Y SOH
HQ
HO-C c
нс^ /С1
10
cf
СНз
С - CH - co - NH - CH2- CH2 -COOH
CH3 OH
I 4H
I HO C^ HCxcr c
X 11
CH
H3CX ^N/ H36
11
9
CH2MH2
CH2OH
c
CH
c-°„
Hf
HO-C-H
CH2OH 13
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mai I. nahutaawe® rambler.ru
h2n-co-ch2-ch2 h2n-co-ch
H2N-CO-CH2-CH
CO —CH2—CH2
NH
CH2
HaC-CH
H3 qH3/CH2*co-NH2
CH3
сн2—сн2—co—nh^
ch3 •
ch - 6h2 - ch2 - co - nh2
SCH
Нз
.0
O"
CH
о
CH3
xp
0Z/
^C- H H0-CH2
CH3
ClClРис. 18. Жиро- и водорастворимые витамины из водорослей:Рис. 18. Жиро- и водорастворимые витамины из водорослей:/ — витамин А (ретинол), 2 — витамин Д2 (эргокальциферол), 3 — витамин Д3 (холекаль- циферол, 4 — витамин Е (токоферол), 5 — витамин Ki (филлохинон), 6 — витамин Q (убихинон), 7 — витамин Bi (тиамин), 8 — витамин В2 (рибофлавин), 9 — витамин В3 (пантотеновая кислота), 10 — витамин Вв (никотиновая кислота), 11 — витамин Вв (пиридоксин)# 12 — витамин В12 (цианкобаламин), 13 — витамин С (аскорбиновая кислота), 14 — витамин Р (рутин), 15 — холин (холинхлорид), 16 — витамин Н (биотин), 17 — витамин Вс (птероилглутаминовая кислота)/ — витамин А (ретинол), 2 — витамин Д2 (эргокальциферол), 3 — витамин Д3 (холекаль- циферол, 4 — витамин Е (токоферол), 5 — витамин Ki (филлохинон), 6 — витамин Q (убихинон), 7 — витамин Bi (тиамин), 8 — витамин В2 (рибофлавин), 9 — витамин В3 (пантотеновая кислота), 10 — витамин Вв (никотиновая кислота), 11 — витамин Вв (пиридоксин)# 12 — витамин В12 (цианкобаламин), 13 — витамин С (аскорбиновая кислота), 14 — витамин Р (рутин), 15 — холин (холинхлорид), 16 — витамин Н (биотин), 17 — витамин Вс (птероилглутаминовая кислота)
Cl
Cl
Рис. 18. Жиро- и водорастворимые витамины из водорослей:
Рис. 18. Жиро- и водорастворимые витамины из водорослей:
/ — витамин А (ретинол), 2 — витамин Д2 (эргокальциферол), 3 — витамин Д3 (холекаль- циферол, 4 — витамин Е (токоферол), 5 — витамин Ki (филлохинон), 6 — витамин Q (убихинон), 7 — витамин Bi (тиамин), 8 — витамин В2 (рибофлавин), 9 — витамин В3 (пантотеновая кислота), 10 — витамин Вв (никотиновая кислота), 11 — витамин Вв (пиридоксин)# 12 — витамин В12 (цианкобаламин), 13 — витамин С (аскорбиновая кислота), 14 — витамин Р (рутин), 15 — холин (холинхлорид), 16 — витамин Н (биотин), 17 — витамин Вс (птероилглутаминовая кислота)
/ — витамин А (ретинол), 2 — витамин Д2 (эргокальциферол), 3 — витамин Д3 (холекаль- циферол, 4 — витамин Е (токоферол), 5 — витамин Ki (филлохинон), 6 — витамин Q (убихинон), 7 — витамин Bi (тиамин), 8 — витамин В2 (рибофлавин), 9 — витамин В3 (пантотеновая кислота), 10 — витамин Вв (никотиновая кислота), 11 — витамин Вв (пиридоксин)# 12 — витамин В12 (цианкобаламин), 13 — витамин С (аскорбиновая кислота), 14 — витамин Р (рутин), 15 — холин (холинхлорид), 16 — витамин Н (биотин), 17 — витамин Вс (птероилглутаминовая кислота)
Витамин Е (токоферол) (рис. 18, 4). В 1936 г. из масла пшеничных зародышей и из хлопкового были выделены производные бензопирена, которые оказались витамерами витамина Е и были названы а-, Р- и у- токоферолами (Р-токоферол отличается тем, что лишен метильной группы в положении 7, а у-токоферол — в положении 5). Синтезирован витамин Е в 1938 г.
Витамин Е может окисляться до а-токоферилхинона, близкого по структуре витаминам К и Q. Близость химического строения витаминов Е, К, Q обусловливает сходство механизмов их действия в организме: они участвуют в процессе запасания энергии, освобождаемой при окислении.
Механизм действия витамина Е в организме двоякий: с одной стороны, он является важнейшим внутриклеточным агентом, предохраняющим от окисления жиры и другие легкоокисляющиеся соединения, как один из самых сильных природных антиоксидантов, прежде всего липидов. С другой стороны, витамин Е функционирует как переносчик электронов в окислительно-восстановительных реакциях, связанных с запасанием высвобождаемой при этом энергии.
Витамин К (филлохинон). Известен с 1929 г., синтезирован в 1939 г. Существуют две формы этого витамина — Кг и К2 (рис. 18, 5), которые оказались производными нафтохинона. Витамин К2 отличается строением боковой цепи, содержащей от 30 до 45 углеродных атомов и несущей соответственно от 6 до 9 двойных связей; он специфичен для бакте-
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail nahutaawefalrambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail nahutaawefalrambler.ruрий. В 1942 г. А. В. Палладии синтезировал «викасол», который является производным витамина К3 (метил бензохинон а).
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail nahutaawefalrambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail nahutaawefalrambler.ru
Витамин К способствует синтезу компонентов, участвующих в свертывании крови. В настоящее время это участие рассматривают как частную функцию данного витамина. Основное же его назначение состоит в переносе электронов при осуществлении процесса фотосинтеза в растениях и окислении органических соединений, сопряженном с запасанием энергии у животных.
Витамин Q (убихинон). Эта группа жирорастворимых витаминов очень близка по строению и, вероятно, по функциям к витаминам Е и К. В 1955 г. убихинон впервые выделен из жира животных. Убихинон является производным бензохинона и обладает боковой цепью, составленной из большого числа изопреноидных остатков (от 6 до 10) (рис. 18, 6). Установлено, что убихинон принимает участие в окислительно-восстановительных процессах в организме, он осуществляет передачу атомов водорода. Эти процессы характерны для энергетических центров клетки — митохондрий, и именно здесь в основном сосредоточены убихиноны.
В последние годы сформулирован новый подход к возможной роли витаминов Q, Е и К в организме: им приписывают функцию переносчиков фосфата в окислительно-восстановительных реакциях, сопровождающихся запасанием энергии. В растениях, в частности, эту функцию выполняет близкое к убихинону соединение — пластохинон.
Витамин Вт (тиамин) — первый кристаллический витамин, полученный в лаборатории (рис. 18, 7). Впервые выделил и исследовал его К. Функ в 1912 г. Механизм действия витамина Вт детально исследован. В организме тиамин превращается в тиаминпирофосфат, который является активной группой специфических биокатализаторов, ускоряющих распад в организме пировиноградной кислоты путем ее декарбоксилирования. Витамин Bj является активной группой фермента пируватдекарбоксилазы, которая расщепляет пировиноградную кислоту и связывает этим анаэробный цикл дыхания с аэробным.
Витамин В2 (рибофлавин). В 1932 г. был выделен в концентрированном виде. В настоящее время витамин В2 синтезирован. Основу молекулы витамина В2 составляет изоаллоксазин, в котором сочетаются бензольный, пиразиновый и пиримидиновый циклы (рис. 18, 8). Особенно важна способность рибофлавина легко окисляться и восстанавливаться, что лежит в основе биологического действия этого витамина.
Механизм действия витамина В2 изучен. В виде фосфорного эфира (по концевой гидроксильной группе рибита) или в виде еще более сложных соединений (в частности, с нуклеотидами) рибофлавин входит в состав специфических биокатализаторов, обеспечивающих нормальное протекание в организме окислительно-восстановительных процессов. Таким образом, рибофлавин играет роль переносчика атомов водорода от окисляемого субстрата к цитохромной системе или непосредственно к О2.
Витамин В3 (пантотеновая кислота). Впервые обнаружен в 1933 г., а в 1939 г. получен в кристаллическом состоянии. В 1940 г. расшифрована его химическая структура (рис. 18, 9) и осуществлен синтез.
В химическом отношении природная пантотеновая кислота состоит из остатков D — d, у-диокси-р,р-диметилмасляной кислоты и Р-ала- нина, связанных между собой амидной связью.
Пантотеновая кислота содержится во всех животных, растительных и микробных объектах. Входит в состав исключительно важного органического соединения — коэнзима А, обладающего способностью образовывать тиоэфир ну ю макроэргическую связь с ацильными остатками, при гидролизе которой освобождается энергия. Витамин В3 занимает ключевые позиции в синтезе и расщеплении жирных кислот и обеспечении реакций, необходимых для взаимопревращения углеводов и жиров.
Витамин Вб, или РР (никотиновая кислота, ниазинЪ Никотиновая кислота и ее амид (никотинамид) известны давно (рис. 18, 10). Амид никотиновой кислоты входит в состав ряда важнейших соединений, принимающих активное участие в окислительно-восстановительных реакциях в организме. Одним из них является никотинамидадениндинук- леотид (НАД), роль которого важна в процессах дыхания. Обнаружено образование никотиновой кислоты из триптофана, например, у Chla- mydomonas eugametos [773].
Витамин В6 (пиридоксин) (рис. 18, 11). Сейчас витамин В6 рассматривают как сочетание трех индивидуальных веществ: пиридоксола, пиридоксаля и пиридоксамина. Каждое из них обладает свойствами витамина, так как в организме способно перейти в пиридоксальфосфат, который, собственно, и участвует в химических реакциях, связанных с деятельностью данного витамина. Пиридоксальфосфат является составной частью биокатализаторов, ускоряющих реакции декарбоксилирования ряда аминокислот, а также реакции переаминирования аминокислоте кетокислотами. Эта реакция важна, так как она занимает центральное место в превращениях аминокислот, обеспечивая необходимый фонд их для синтеза белков в организме.
Витамин В12 (кобаламин). Впервые в кристаллическом состоянии получен витамин В12 в 1948 г. Химическая его структура отличается большой сложностью (рис. 18, 12). Молекула витамина В12 состоит из так называемой планарной группы, которая сложена восстановленными пиррольными кольцами с атомом кобальта в центре и расположенной перпендикулярно к ней нуклеотидной группой, содержащей ди- метилбензимидазол в качестве основания и a-D-рибофуранозу в качестве углевода.
Механизм действия витамина В12 изучается. Имеются данные о том, что главной точкой приложения его в организме является прямое или косвенное участие в биосинтезе белка и, возможно, нуклеиновых кислот. Вместе с тем функция витамина В12 каким-то образом связана с переносом одноуглеродных фрагментов в биохимических реакциях, причем весьма вероятно, что именно в этом состоит ключевая роль его в биохимических процессах.
Витамин С (аскорбиновая кислота). Первые сведения об этом веществе относятся к 1885 г. В 1920 г. антицинготный фактор получил название витамина С. В 1927 г. расшифрована его природа и дано химическое название — аскорбиновая кислота. Витамин С рассматривают
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.nahutaawefrirambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.nahutaawefrirambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.nahutaawefrirambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.nahutaawefrirambler.ru
как производное углевода L-гулозы, поэтому его называют лактоном L-дикетогулоновой кислоты (рис. 18, /3).
Витамин С является участником окислительно-восстановительных систем и обеспечивает, следовательно, нормальное протекание жизненно важных процессов в тканях. При оценке механизма действия витамина С в настоящее время большое значение придают возможному его участию в предохранении от окисления активных сульфгидрильных групп белков, в том числе белков, обладающих биокаталитической активностью. Эту функцию выполняет восстановленная форма аскорбиновой кислоты. Установлено также, что аскорбиновая кислота является активной группой фермента, ускоряющего гидролиз некоторых тиогликозидов.
Витамин Р (рутин). Представляет группу веществ, близких по химической структуре. В основе всех их лежит скелет флавона (рис. 18, 14). Витамины группы Р участвуют в окислительно-восстановительных реакциях, обеспечивая, таким образом, нормальный ход процессов биологического окисления в организме. Установлено, что действие витаминов Р и С взаимосвязано, т. с. они функционируют в окислительно- восстановительных процессах вместе, образуя парное звено в соответствующей системе.
Витамин Н (биотин). Удалось выделить 1 мг кристаллического препарата в 1936 г. По своей химической природе биотин является монокарбоновой кислотой гетероциклического строения (рис. 18, 16). Гетероциклическая часть молекулы состоит из имидазольного (А) и тиофенового (В) циклов, а боковая цепь представлена остатком валериановой кислоты. Механизм действия биотина многообразен. Главная его роль состоит в том, что он входит в состав фермента, ускоряющего реакции карбоксилирования. Например, большое значение для нормального хода биохимических процессов имеет карбоксилирование пировиноградной кислоты, связывающее' взаимопревращение в организме углеводов и белков.
Участие биотина в реакции карбоксилирования и транскарбоксилирования важно и для синтеза жирных кислот. Биотин, в частности, катализирует присоединение СО2 к ацетил коэнзиму А и при этом образуется промежуточный продукт, участвующий в надстроечном биосинтезе жирных кислот. Имеются также данные о причастности биотина к синтезу белка, пуриновых оснований и ряда других важных соединений. Биотин является важным фактором роста микроорганизмов.
Холин (рис. 18, 15). Выделено это соединение в 1867 г., а функцию витамина ему приписывают в последнее время. Механизм действия холина хорошо выяснен. С одной стороны, он является партнером в реакциях переноса метильных групп при биосинтезе ряда важнейших соединений (метионина, пуриновых и пиримидиновых оснований и т. п.); с другой стороны — входит в качестве составной части в активную группу биокатализатора, ускоряющего синтез фосфолипидов.
Витамин Вс (птероилглутаминовая кислота, фолиевая кислота). Первые сведения о существовании витамина Вс получены в 1940 г. Известен он больше под названием фолиевой кислоты, однако фолиевых кислот было выделено несколько и сейчас дают название в соответствии
с его химической структурой. Структура одной из них, а именно птероил моноглутаминовой кислоты такова (рис. 18, /7).
Фолиевая кислота выполняет важнейшую функцию в биохимических процессах — переносит одноуглеродные фрагменты при биосинтезе многих соединений: метильную группу при биосинтезе метионина и тимина, оксиметильную (—СН2ОН) — при биосинтезе серина, фор миль-
(
ную— При НОВО°браЗОВаНИИ пуриновых оснований и т. п.
Поскольку указанные соединения играют ведущую роль в обмене белков и нуклеиновых кислот, роль фолиевой кислоты велика.
ВИТАМИНЫ ВОДОРОСЛЕЙ
Как автотрофные организмы водоросли могут синтезировать самые различные витамины, типичные для растений. Значительная часть витаминов накапливается в клетках, а большое количество их выделяется в среду и используется не только самими водорослями, но и сопутствующими их микро- и макроскопическими организмами. Анализ данных по качественному составу и количественным показателям витаминов водорослей целесообразно провести отдельно для их клеточных и экзогенных фракций.
Клеточные витамины. По клеточным витаминам водорослей имеется определенная и довольно обширная, хотя и недостаточно обобщенная информация. Последняя накапливалась при изучении химии и эволюции водорослей, вопросов их хемосистематики. Объектом исследования служили в основном природные популяции водорослей (зеленые нитчатые, красные, бурые, синезеленые и др.), микро- и макроскопические виды, используемые для массового культивирования. Данные, имеющиеся по характеристике витаминов различных представителей альгофлоры, позволяют заключить, что разные систематические группы морских и пресноводных водорослей внутриклеточно накапливают много витаминов. Однако отличия в характеристике последних в большей мере касаются количественных показателей, чем качественного состава.
Зеленые водоросли. Наиболее полная информация имеется по характеристике зеленых водорослей как более изученных в химическом отношении организмов. Установлено, что зеленые водоросли характеризуются максимальной активностью образования и высокими показателями содержания витаминов. Например, синхронная культура хлореллы на 1 г сухого вещества максимально образует ниацина — 125 мкг, биотина — 0,2, холина — 2500, витамина Вб — 2,5, пантотеновой кислоты — 8,6, фолиевой кислоты — 47, тиамина — 23, рибофлавина — 37, n-аминобензойной кислоты — 24, аскорбиновой кислоты — 3200 мкг. Интенсивность образования и накопления витаминов в значительной мере зависит от биологических особенностей вида, этапов онтогенеза водоросли и условий выращивания, а также химической природы соединений. В частности, образование ниацина, биотина, инозита и холина синхронной культурой хлореллы происходит почти в том же темпе, что и увеличение массы клеток, а содержание этих вита-
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail Dahutaawefrdrambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail Dahutaawefrdrambler.ruминов на единицу сухого вещества остается постоянным на протяжении всего жизненного цикла. Напротив, содержание витамина В6, фолиевой и пантотеновой кислот, тиамина и рибофлавина в клетках хлореллы уменьшается в течение роста и увеличивается на более поздних фазах созревания культуры. Концентрация n-аминобензойной кислоты возрастает только на ранней стадии роста культуры, а аскорбиновой кислоты — на стадиях, когда наблюдается наиболее активный фотосинтез.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail Dahutaawefrdrambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail Dahutaawefrdrambler.ru
Количественные характеристики клеточных витаминов зависят и от интенсивности их выделения в среду. Напротив, синтезируемая Chlo- rella vulgaris и Ch. pyrenoidosa пантотеновая кислота очень интенсивно выделяется в среду [668], что способствует ее накоплению к клетках. В целом 100 г сухой хлореллы достаточно, чтобы обеспечить суточную потребность человека во всех витаминах, кроме витамина С [40], поскольку эта водоросль содержит [120] самый большой набор витаминов — А, Е, С, биотин, В2, В3, В5, В6, В12. Считают 1667], что содержание витаминов у хлореллы благоприятнее, чем в большинстве общепринятых диетических продуктов растительного и некоторых животного происхождения. Богаты зеленые водоросли и витамином A: Chlamydo- monas reinhardii содержит его 105 нг/мг, Р-каротина — до 1680 нг/мг, Scenedesmus obliquus — до 222 нг/мг Р-каротина [2551.
К числу распространенных у водорослей витаминов относят и витамин В12, Он представлен в сравнительно небольшом количестве, причем около 70 % клеточного витамина В12 (например, у Euglena gracilis) связано с фракциями митохондрий и оболочкой клеток [722]. Достаточно высокое содержание витамина В12 (2,0—3,8 мкг/г) обнаружено у хлореллы [120, 316]. У других протококковых водорослей — анкистродес- муса и сценедесмуса витамин В12 содержится в значительно меньшем количестве (0,1—0,5 мкг/г), хотя у Scenedesmus obliquus его было 0,02— 1,7 мкг/г сухого вещества [400].
Представлены у зеленых водорослей и другие витамины группы В: максимальное количество витамина В6 (до 7,5 мкг/г) обнаружено у Dunaliella salina [71]. Chlamydomonas eugatos образует 119—129,3 мкг витамина В5 на 1 мг сухой массы [624]. Витамин Вх выявлен у зеленых нитчатых водорослей Vaucheria zonata и Cladophora glomerata в количестве 5—10 мкг/г [8, 131], а витамин В5 — 0,7—0,8 мг %. У Vaucheria dichotoma витамина В12 найдено 2,8 мкг/г сухого вещества [380]. Enteromorpha intestinalis и Ulva lactuca содержали витамина В5 соответственно 4,9 и 3,4 мг %, Вг — около 0,5 и В2 — 0,25 и 0,34 мг % соответственно [7]. Витамины Вь В2, В12 обнаружены практически у всех видов микроскопических водорослей [718]. Имеются также сведения об образовании у водорослей и витамина Н: у хлореллы его обнаружено 0,8—1,0 мкг/г, у анкистродесмуса — 0,2, сценедесмуса — 0,2 мкг/г.
У зеленых морских водорослей содержание В12 невысоко (0,35 мкг на 1 г сухого вещества). Считают [380], что морские виды сами витамина В12 не образуют. Этой способностью обладают многие сопутствующие бактерии, а водоросли поглощают витамин В12 из воды и концентрируют его в 20—120 раз. Планктонные зеленые водоросли богаты каротиноидами и витамином А. Из 22 изученных видов водорослей наиболее перспективны по количественному содержанию Р-каротина Dunaliella 168
salina (1100 мг %), Trentepohlia aurea (700 мг %), T. umbrina (300 мг %), Chlorella pyrenoidosa (90—140 мг%) [67].
Найден у водорослей и витамин Е. Так, Scenedesmus obliquus содержит витамина Е 111—183 мг/г [400]. До 20 мг % сухого вещества обнаружено его у вольвоксовых (Volvox aureus, Fandorina morum, Gonium pectorale), протококковых (Chlorella vulgaris, Oocystis submarina, Coe- lastrum sphaericum) и зеленых нитчатых водорослей (Cladopbora fracta, C. glomerata, Spirogyra maxima, Mougeotia sp., Ulothrix zonata) [131]. 2—4 мкг/г сухого вещества содержат витамин Е Chlamydomonas rein- hardii, Chlorella vulgaris, Scenedesmus obliquus [255]. Фолаты они содержат в пределах 6—15 нг/мг. Максимальное количество витаминов обнаруживается у молодых интенсивно растущих культур, по мере старения содержание витаминов падает.
Богаты водоросли и витамином С. У зеленых нитчатых водорослей содержание последнего определено в пределах 40 мг % [131]. У хлореллы витамин С3 составляет 15 мкг/мг сухого вещества [255]. Содержание аскорбиновой кислоты изменяется как в процессе онтогенеза, так и в зависимости от условий. Например, у Ulva fasciata отмечены два максимума в содержании аскорбиновой кислоты: один — на ранней стадии роста почки, когда она дифференцируется в дорсовентральный таллом и быстро растет; второй — в течение репродуктивной стадии, когда образуются зооспоры [751].
Синезеленые водоросли. Витамины синезеленых водорослей также изучены сравнительно полно. Особый интерес представляли в этом плане синезеленые водоросли — возбудители «цветения» воды. В клетках Microcystis aeruginosa, Aphanizomenon flos-aquae, Anabaena cylindrica обнаружены витамин B5 (больше у анабены, чем у микроцистиса), В3, Во (больше у микроцистиса, чем анабены), почти одинаковое количество биотина. С возрастом содержание витаминов уменьшается, но, как и зеленые водоросли, синезеленые служат для гидробионтов источником витаминов, особенно группы В [2341. Имеется обширная информация по содержанию витамина В12 у синезеленых водорослей. Он содержится в культурах Phormidium bijugatum (6,65 мкг/г), Nostoc sp. (1,48 мкг/г), Microcystis aeruginosa (1,14 мкг/г) M. pulverea (0,96 мкг/г), Phormidium autumnale (1,15 мкг/г) [115, 116]. Высокое содержание витамина В12 найдено у Anabaena variabilis — 0,62 мкг/г. По данным других авторов [22, 205], количество витамина В12 у синезеленых водорослей — возбудителей «цветения» не превышает 0,3—0,4 мкг/г. По ряду видов количественные характеристики содержания витамина В12 значительно отличаются. Например, 255 мкг/г витамина В12 у Spirulina platensis было обнаружено И. А. Абакумовой и др. [1], в то же время приводятся и более низкие значения (0,5 мкг/г) для культуры этого же вида [10].
Различное содержание В12 установлено для Plectonema nostocorum (0,07 мкг/г), Calothrix parietina (0,64 мкг/г), Aphanizomenon flos-aquae (0,28 мкг/г), Diplocystis aeruginosa (0,24 мкг/г) [361], Cylindrospermum muscicola (1,2—1,5 г/г сухого вещества водорослей) [781]. Наиболее интенсивно синтезируют витамин В12 Anabaena hassalii, A. cylindrica, Microcystis pulverea, Phormidium bijugatum, Nostoc punctiforme [115, 316]. На образование витамина B12 в клетках синезеленых водорослей 169
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail Dahutaawetfdrambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail Dahutaawetfdrambler.ruзначительное влияние оказывает наличие в среде кобальта. Максимальный выход витаминов отмечен при содержании кобальта 5 мкг/г [2401.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail Dahutaawetfdrambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail Dahutaawetfdrambler.ru
Синезеленые водоросли синтезируют и другие витамины группы В. У 12 видов синезеленых водорослей и 41 штамма сопутствующих бактерий доказан синтез тиамина (1,1—7,6 мкг/г сухого вещества), рибофлавина (20—60 мкг/г). В 1 г сухих клеток бактерий-спутников обнаружено 1,1—13,1 мкг/г тиамина, 10—47,5 мкг/г рибофлавина, т. е. синтез последнего бактериями осуществляется слабее, чем водорослями [115]. Образование тиамина, рибофлавина, пиридоксина, фолиевой кислоты доказано и у Nostoc punctiforme f. populorum [163]. Например, в клетках последнего оказалось фолиевой кислоты 0,65 мкг/г. В культуре Microcystis aeruginosa обнаружено 20,4 мкг/г сухого вещества тиамина, а в культуре Spirulina platensis — 5,2 мкг/г [235]. У естественных популяций Aphanizomenon flos-aquae содержание тиамина составляло 4,2 мкг/г.
Содержание рибофлавина у синезеленых водорослей колеблется в пределах 0,22—60,0 мкг/г, что объясняется видовыми особенностями, фазой онтогенеза, физиологическим состоянием и условиями выращивания. Например, если у Microcystis pulverea содержание рибофлавина определено на уровне 50 мкг/г, то у М. aeruginosa оно составило 3,75— 8,2 мкг/г [115, 235]. Количество пиридоксина у различных представителей синезеленых (роды Nostoc, Microcystis, Phormidium) определено в пределах 3,5—8,6 мкг/г, а у Spirulina platensis и природных популяциях Aphanizomenon flos-aquae — 3,0—5,6 мкг/г. Минимальное количество этого витамина установлено у М. aeruginosa — 0,4—0,9 мкг/г. Максимальное содержание пиридоксина обнаружено среди синезеленых водорослей у Anabaena hassalii 12,36 мкг/г и значительно меньше у другого представителя этого же рода A. variabilis — 1,99 мкг/г [116]. У A. cylindrica его еще меньше — 0,13—0,24 мкг/г [187, 235].
Идентифицирован у синезеленых водорослей также биотин. По данным Ж. П. Коптевой [116], в культуре М. aeruginosa его содержалось 9,0 мкг/г. По другим данным, установлено у этого же вида значительно меньшее количество биотина — 0,20 мкг/г [235]. У A. cylindrica найдено 0,35 мкг/г биотина, у Spirulina platensis и Aphanizomenon flos-aquae 0,01—0,02 мкг/г.
Обнаружена у синезеленых водорослей и никотиновая кислота. Л. Г. Постолиця [187] отмечает наибольшее накопление этого витамина у Tolypothrix tenuis (165 мкг/г), а Н. Д. Тупик и С. И. Лось [235] — у Anabaena cylindrica (142,0 мкг/г) и Aphanizomenon flos-aquae (135,0 мкг/г). Меньше никотиновой кислоты продуцирует синезеленая водоросль М. aeruginosa — 38,0—50,3 мкг/г [116, 235].
Содержание витамина С у синезеленых водорослей М. aeruginosa, A. flos-aquae и Oscillatoria planctonica составляет соответственно — 263,4 и 247,0 мг % сырого вещества [131]. В культуре Spirulina platensis содержание аскорбиновой кислоты колеблется от 12,41 до 220 мг % на абсолютно сухое вещество [10]. Максимальное количество витамина С обнаружено у молодых культур синезеленых водорослей. По мере старения культур содержание аскорбиновой кислоты падает, но количество связанной формы может повышаться [209]. Важно отметить, что
аскорбиновая кислота обнаружена в гетероцистах ряда синезеленых водорослей (Anabaena cylindrica, A. ambiqua, Cylindrospermum tricho- tospermum, Mastigocladus laminosus, представителей родов Scytonema, Rivularia, Calothrix, Nostoc и др.), что связывают с дыхательным обменом гетероцист и примыкающих к ним клеток, из которых затем развиваются споры [759]. Считают [785], что аскорбиновая кислота создает сильные редуцирующие условия внутри гетероцист, необходимые для эффективного функционирования нитрогеназы. Поскольку последняя локализована в гетероцистах, прилежащие к ним клетки получают больше аммония, что и вызывает увеличение скорости их деления. Это дает основание рассматривать аскорбиновую и дигидроаскорбиновую кислоту как механизм, контролирующий клеточное деление и участвующий в образовании гетероцист.
Содержание Р-каротина у синезеленых водорослей может составлять 1 % к сухому веществу. В частности, М. aeruginosa, Aphanizomenon flos-aquae, Anabaena sp. содержат Р-каротина 398—608 мкг. У спиру- лины количество каротина равно 0,3—0,6 мг/г сухого вещества [10], а по данным Н. Д. Тупик и др. [235],— от 12 до 46 мг %.
Весьма немногочисленны данные о содержании у синезеленых водорослей витамина В3 (пантотеновой кислоты). В частности, у Nostoc sp. его обнаружено 55,5 мкг/г, Anabaena hassalii — 40,0 мкг/г, A. variabilis — 20,0 мкг/г [115].
Разрозненная информация имеется по содержанию у синезеленых водорослей витаминов К, пластохинона А и а-токоферилхинона [17, 329]. В частности, витамин К, пластохинон А и а-токоферилхинон были обнаружены у Anabaena variabilis, Chlorogloca fritschii, Nostoc muscorum и Mastigocladus laminosus [131]. Присутствие убихинона установлено у Beggiatoa sp. [6711, a у Anabaena variabilis не обнаружены [329].
Довольно широкий набор витаминов обнаружен у морских бурых и красных водорослей. Исследованные водоросли (Fucus spiralis, F. vesiculosus, Gelidium sesquipedale, G. spinulosum Gigartina acicularis, G. pistillata, Laminaria ochroleuca) (табл. 25) содержат в существенном количестве такие жизненно важные витамины, как витамин А, тиамин, рибофлавин, никотиновую кислоту, аскорбиновую кислоту, а-токоферилхинон, витамин D [367]. Так, содержание витамина А у Laminaria ochroleuca (Марокко) составляло 10,8 мг/кг сырого вещества, рибофлавина — би биотина — 15 мг/кг. Содержание витамина D3 у Fucus spiralis равно 0,11, а витамина Е у F. vesiculosus — 64 мг/кг [367].
У водорослей Черного моря (Enteromorpha intestinalis, Cystoseira barbata, Padina pavonia, Gelidium crinale, Phyllophora nervosa, Grateloupia dichotoma, Callithamnion corymbosum) обнаружено достаточно высокое содержание витаминов группы В. По количеству тиамина упомянутые водоросли различались мало, а по количеству никотинамида и рибофлавина отмечены значительные видовые отличия. Витамин В12 обнаружен (в мкг/г сухого вещества) у бурых — 0,07, красных — 0,27 и зеленых — 0,35. Столь низкие величины В12 объясняют тем, что бурые и красные водоросли сами не синтезируют В12, а аккумулируют его из продуктов выделений бактерий-эпифитов, т. е. содержание В12 определяется типом бактерий, обитающих на поверхности водорослей.
т а б л и ц а 25. Содержание, некоторых витаминов у морских водорослей
ВодорослиВодорослиAв,в?В.,B„Aв,в?В.,B„Витамины, мг/кг сухого вещества [316,Витамины, мг/кг сухого вещества [316,
Водоросли
Водоросли
A
в,
в?
В.,
B„
A
в,
в?
В.,
B„
Витамины, мг/кг сухого вещества [316,
Витамины, мг/кг сухого вещества [316,
362,0 174,0 162,0 286,0 242,0 153,0197,0 159,098,038,0362,0 174,0 162,0 286,0 242,0 153,0197,0 159,098,038,0Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaawetrzlrambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaawetrzlrambler ruВитаминВ мкг/г сухого веществаТиамин6,32Рибофлавин5*0Никотиновая кислота16,81Витамин Вб0,14Пантотеновая кислота4,30Биотин0,18Витамин В120,03ВитаминВ мкг/г сухого веществаТиамин6,32Рибофлавин5*0Никотиновая кислота16,81Витамин Вб0,14Пантотеновая кислота4,30Биотин0,18Витамин В120,03Таблица 26. Содержание витаминов в красной водоросли Rhodomeniapalmata [5/6]Таблица 26. Содержание витаминов в красной водоросли Rhodomeniapalmata [5/6]
362,0 174,0 162,0 286,0 242,0 153,0
197,0 159,0
98,0
38,0
362,0 174,0 162,0 286,0 242,0 153,0
197,0 159,0
98,0
38,0
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaawetrzlrambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaawetrzlrambler ru
Витамин
В мкг/г сухого вещества
Тиамин
6,32
Рибофлавин
5*0
Никотиновая кислота
16,81
Витамин Вб
0,14
Пантотеновая кислота
4,30
Биотин
0,18
Витамин В12
0,03
Витамин
В мкг/г сухого вещества
Тиамин
6,32
Рибофлавин
5*0
Никотиновая кислота
16,81
Витамин Вб
0,14
Пантотеновая кислота
4,30
Биотин
0,18
Витамин В12
0,03
Таблица 26. Содержание витаминов в красной водоросли Rhodomeniapalmata [5/6]
Таблица 26. Содержание витаминов в красной водоросли Rhodomeniapalmata [5/6]
Laminaria ochrolence10,8—6,018,515,0
Gelidium sesquipedale—8,4———
G. accularis—21,0———
Витамин С, мг/100 г сухого вещества [453]
Laminaria saccharina
край пластинки основание пластинки срединная полоса старые ризоиды молодые ризоиды стволики L. flexicaulis
старые ризоиды
" стволик
основание пластинки L. cloustoni
основание пластинки
Содержание витамина В12 в 20 видах красных, зеленых и бурых водорослей Черного моря (по данным биологического метода) колебалось от 8 до 216 мкг/100 г сухого вещества, причем в красных водорослях его было в 5 раз больше, чем в бурых, и в 2 раза больше, чем в зеленых [453]. По данным Ф. Бровни и В. Гутбертсон [316], содержание витамина В12 в ряде морских водорослей достигает 10—50 мг на 100 г массы. Японские ученые [5161 обнаружили цианкобаламин (В12) наряду с другими витаминами в красной водоросли Rhodomonia palmata, широко распространенной в канадской части Атлантики (табл. 26).
Богаты морские макрофиты и витамином С. Как видно из табл. 25, содержание витамина С достаточно высоко и в значительной мере колеблется по частям водоросли. В целом витамин С у представителей бурых водорослей содержится в пределах 111—495 мг % [453, 727]. Значительное количество аскорбиновой кислоты обнаружено у Pelvetia са- naliculata, Fucus serratus, F. vesiculosus — соответственно 289, 415 и 495 мг % [453]. У Laminaria japo- nica количество ее достигало 111 мг %, ay Undaria pinnatifi- da— 174 мг % [727]. У красной водоросли Pterocladia capillaceae
содержание аскорбиновой (АК) и дегидроаскорбиновой кислот (ДГАК) в целом примерно одинаково — 4,9 и 4,4 мкМ/мг сухого вещества [575], но соотношение форм по отдельным частям зависит от интенсивности ростовых процессов. В частности, в
Таблица 27. Среднее содержание витаминов [7621 у некоторых водорослей, мкг!г сухого вещества
Витамин
Fucus spiralis
Ascophyl- lum nodosum
Laminaria agardhii
Chondrus crispus
Ниацин
22,80
14,60
30,20
31,80
Пантотеновая кислота
23,00
49,40
33,00
150,00
Биотин
0,06
0,29
0,04
0,03
Рибофлавин
10,00
3,50
12,60
25,00
Фолиевая кислота
1,91
1,50
10,00
9,50
Тиамин
0,40
0,23
0,46
0,83
Витамин В12
0,08
0,09
0,05
0,31
верхушечной части таллома отношение АК/ДГАК составляет примерно 7,8, в нижней части таллома, где скорость роста очень низка,— 1,8. Это происходит за счет снижения количества АК и увеличения ДРАК.
Содержание витамина С в значительной мере зависит от условий, в каких сохраняется биомасса водорослей. Так, длительное высыхание и хранение сопровождается потерей витамина С, а длительное пребывание в воде также связано с потерей витаминов. Количество витамина С в японских Porphyra tenera составило 448 мг %, у Р. hemiphylla — 475, Р. marginata — 420, Р. suborbiculata — 346, Р. yezoensis — 420 мг % сухого вещества [727].
Обнаружен у водорослей и витамин Вс. Например, у норвежских водорослей содержание фолиевой кислоты в среднем составляло 0,5— 1,0 мкг/г сухого вещества; минимальное количество найдено у Ascophyl- lum nodosum — 0,07 мкг/г.
Витамины группы В в значительном количестве содержатся и у других видов красных водорослей [422, 515, 762]. Обнаружено у них в среднем (мкг/г сухого вещества) тиамина — 0,04—4,6; рибофлавина — 0,38—23,08; никотиновой кислоты — 2,0—68,33; пантотеновой кислоты— 1,22—12,21; биотина — 0,018—0,294; витамина В12— 0,015— 0,290. Красные водоросли синтезируют витамин в значительном количестве: Phyllophora nervosa — 3,78, Callithamnioncorymbosum — 5,27, Grateloupia dichotoma 5,55 мг % сухого вещества [7L У черноморской Gelidium crinale содержание этого витамина отмечено на уровне 1,11мг %.
Сведения о витаминном наборе диатомовых водорослей малочисленны. В частности, они содержат никотиновой кислоты 250 мкг/г [8]. Содержание витаминов тиамина, рибофлавина и ниацина у каспийских Rhizosolenia calcaravis было значительно выше, чем у азовских Coscino- discus jonesianus, и равнялось соответственно 6,2 и 0,7, 25,0 и 4,0, 625,0 и 83,3 мг % [9]. Довольно много витамина В12 обнаружено у разножгутиковых водорослей. У Vaucheria dichotoma содержалось до 2,8 мкг витамина В12 на 1 г сухого вещества. У пирофитовой водоросли Cryptomo- nas ovata найдено довольно большое количество аскорбиновой кислоты — 168 мг % сырого вещества [131].
т •6 ”ц -Т^К^Г "— "*'—.
Водоросли
Витамин С
Витамин Е
Каротин
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.Dahutaawefiirambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.Dahutaawefiirambler ruСинезеленыеMicrocystis aeruginosa Aphanizomenon flos-aquae Oscillatoria planctonicaВольвоксовые45,0—263,0 40,0—95,0 106,0—247,05,0—18,55,3—24,315,0—72,01,5—-16,0Vol vox aureusFandorina morumПротококковые6,6-22,6 37,012,5—20,06,512,0Chlorella vulgaris Oocystis submarina Coelastrum sphaericum Scenedesmus arcuatus Micractinium quadrisetumКриптомонадные20,0—76,0 50,0—176,040,0—70,092,4 42,0—120,020,026,5 24,049,24,2—38,06,5—9,321,0—27,5Cryptomonas ovata Ochromonas ovataЭвгленовые168,0 30,0—6,2—20,0Thrachelomonas volvocina441,020,025,0СинезеленыеMicrocystis aeruginosa Aphanizomenon flos-aquae Oscillatoria planctonicaВольвоксовые45,0—263,0 40,0—95,0 106,0—247,05,0—18,55,3—24,315,0—72,01,5—-16,0Vol vox aureusFandorina morumПротококковые6,6-22,6 37,012,5—20,06,512,0Chlorella vulgaris Oocystis submarina Coelastrum sphaericum Scenedesmus arcuatus Micractinium quadrisetumКриптомонадные20,0—76,0 50,0—176,040,0—70,092,4 42,0—120,020,026,5 24,049,24,2—38,06,5—9,321,0—27,5Cryptomonas ovata Ochromonas ovataЭвгленовые168,0 30,0—6,2—20,0Thrachelomonas volvocina441,020,025,0Внеклеточные витамины. К числу важных особенностей различных групп водорослей относят их способность выделять витамины в окружающую среду [331]. Закономерности попадания в воду витаминов и их трансформация в среде представляет большой научный и практический интерес. Возникают вопросы: 1) какие витамины и в каком количестве выделяются в среду клетками водорослей различного систематического состава, каков механизм их поступления; 2) какова роль экзогенных витаминов в формировании качества природных вод и функционировании гидробионтов. Анализ имеющихся литературных данных по внеклеточным витаминам водорослей свидетельствует, что изучение витаминообразующей способности представителей альгофлоры в основном проводилось на организмах, используемых в массовой культуре (в основном протококковые, отдельные виды синезеленых) и морских. В частности, Р. Пратт и Е. Джонсон [668] среди внеклеточных продуктов Chlorella vulgaris и Ch. ру- renoidosa обнаружили рибофлавин соответственно в количестве 60 X X КГ"3 и 36—115,7 • КГ"3 мкг/мл. Концентрация выделяемого в среду Ch. pyrenoidosa биотина достигала 0,4 нг/мг сухого вещества [2991, а пантотеновой кислоты— 16,1 нг/кг [668]. Количество пантотеновой кислоты, выделяемой Ch. vulgaris, составляло 27,8 нг/кг сухого вещества. Присутствие рибофлавина в среде у Ch. vulgaris отмечено и П. Шварцем [717].
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.Dahutaawefiirambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.Dahutaawefiirambler ru
Синезеленые
Microcystis aeruginosa Aphanizomenon flos-aquae Oscillatoria planctonica
Вольвоксовые
45,0—263,0 40,0—95,0 106,0—247,0
5,0—18,5
5,3—24,3
15,0—72,0
1,5—-16,0
Vol vox aureus
Fandorina morum
Протококковые
6,6-22,6 37,0
12,5—20,0
6,5
12,0
Chlorella vulgaris Oocystis submarina Coelastrum sphaericum Scenedesmus arcuatus Micractinium quadrisetum
Криптомонадные
20,0—76,0 50,0—176,0
40,0—70,0
92,4 42,0—120,0
20,0
26,5 24,0
49,2
4,2—38,0
6,5—9,3
21,0—27,5
Cryptomonas ovata Ochromonas ovata
Эвгленовые
168,0 30,0
—
6,2—20,0
Thrachelomonas volvocina
441,0
20,0
25,0
Синезеленые
Microcystis aeruginosa Aphanizomenon flos-aquae Oscillatoria planctonica
Вольвоксовые
45,0—263,0 40,0—95,0 106,0—247,0
5,0—18,5
5,3—24,3
15,0—72,0
1,5—-16,0
Vol vox aureus
Fandorina morum
Протококковые
6,6-22,6 37,0
12,5—20,0
6,5
12,0
Chlorella vulgaris Oocystis submarina Coelastrum sphaericum Scenedesmus arcuatus Micractinium quadrisetum
Криптомонадные
20,0—76,0 50,0—176,0
40,0—70,0
92,4 42,0—120,0
20,0
26,5 24,0
49,2
4,2—38,0
6,5—9,3
21,0—27,5
Cryptomonas ovata Ochromonas ovata
Эвгленовые
168,0 30,0
—
6,2—20,0
Thrachelomonas volvocina
441,0
20,0
25,0
А. Аронсон с сотрудниками [255] в культуральной среде Chlorella vulgaris, Chlamydomonas reinhardtii нашли только производные фолиевой, пантотеновой кислот и биотин. Производные фолиевой кислоты в количестве 2—9 нг/мл найдены у Scenedesmus obliquus. У 2' штаммов Chlamydomonas engametos обнаружена внеклеточная никотиновая кислота в количестве 90—118 • Ю"3 мкг/мг сухого вещества [624]. Показано [254], что Ochromonas danica выделяет в среду все содержащиеся в нем водорастворимые витамины (кроме В12); жирорастворимые витамины А, Е и провитамин Р-каротин не выделяются. Предположение о том, что выделение витаминов в среду связано с лизисом клеток, не подтвердилось; содержание витамина В12 и рибофлавина по мере старения культур несколько возрастало, аскорбиновой и пантотеновой кислот снизилось, фолиевой и никотиновой кислот возрастало до определенного уровня и далее не изменялось, т. е. процесс накопления витаминов был связан не только с лизисом клеток. Одновременно с витаминами клетки водоросли выделяли вереду аланин, лейцин, валин, аспарагиновую кислоту, причем по мере старения культуры содержание аминокислот возрастало, однако состав их не менялся.
Е. Н. Одинцова и Г. В. Шлапкаускайте [169] обнаружили среди внеклеточных продуктов Chlorella vulgaris инозит, биотин, пантотеновую кислоту, тиамин, пиридоксин, никотиновую кислоту, п-ами- нобензойную кислоту, витамин В12, особенно на первом этапе размножения водоросли. При этом количество отдельных витаминов, выделенных в среду, составляет более V2 синтезируемых клетками. По выделению витаминов во внешнюю среду хлорелла превосходит близкую по типу обмена культуру дрожжевого ауксотрофного организма. Поскольку мертвые и ослабленные клетки в культуре практически отсутствовали, а в культуральной среде обнаруживались лишь некоторые из витаминов, имеющихся в клетках, следует, очевидно, говорить об активном выделении витаминов Chlorella в среду. Однако отмирание и последующий лизис клеток, несомненно, также могут вносить свой вклад в этот процесс. Другие зеленые водоросли, и в частности Nannochloris schopferi, Chlorodoster engadinesis, выделяли в среду фолиевую кислоту [340]. По данным Г. Барашкова [17], культура Chlorella pyrenoidosa выделяла биотина 0,45 нг/мг сухого вещества. У Ch. vulgaris и Ch. pyrenoidosa обнаружено выделение пантотеновой кислоты — 27,7 и 16,1 нг/кг сухого вещества соответственно.
Одноклеточная морская зеленая водоросль Coccomyxa sp. выделяет в среду биотина в 15—20 раз больше, чем Chlorella pyrenoidosa [299]. Выделение витаминов в среду обнаружено и у ряда синезеленых водорослей. Сравнительно более полная информация имеется по витаминам группы В. Так, Microcystis aeruginosa выделяла рибофлавин, a Anabaena hassalii, A. variabilis, Microcystis pulverea, Nostoc species, Calothrix braunii — биотин 1115, 1161, причем содержание витаминов в среде значительно превышало их количество в клетках. Например, количество рибофлавина в культуральной жидкости колебалось от 25 до 125 мкг/л, или от 47,1 до 411,7 мкг/г сухого вещества клеток.
Scanned & Divued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaawe(a!rambler.ruScanned & Divued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaawe(a!rambler.ru
Scanned & Divued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaawe(a!rambler.ru
Scanned & Divued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaawe(a!rambler.ru
Выделение пиридоксина в среду обнаружено у Anabaena hassalii, Nostoc species, Calothrix sp., C. braunii. В культуральных средах Phormidium valderiae, Anabaena cylindrica, Oscillatoria brevis, Stra- tonostoc linckia, Tolypothrix tenuis, Nodularia sp. найдены тиамин, пиридоксин, биотин и никотиновая кислота [1871. В культуральной среде Anabaena cylindrica выявлены производные фолиевой кислоты [2551. Выделение в среду витамина В12 и пантотеновой кислоты отмечено у Nostoc sp., Oscillatoria jasorvensis и Chroococcus minutus [725].
В культуральных жидкостях почвенных синезеленых водорослей Е. М. Панкратовой [176] были обнаружены витамины В6 и В12. По другим данным выделяли витамин В12 Cylindrospermum muscicola [78], a Nostoc species — тиамин, рибофлавин, никотиновую кислоту, пантотеновую кислоту и биотин [470]. Морская водоросль Phaeocy- stis poucheti выделяет в среду акриловую кислоту, на долю которой приходится около 2 % общего количества выделяемых в среду соединений, и в период «цветения» водоросли в морской воде содержится до 7 мкг/л акриловой кислоты [451].
Способность экзогенного накопления витаминов обнаружена и у красных водорослей. По данным С. Аронсон и других [254], клетки Ochromonas danica выделяли в окружающую среду витамины В2, В3, Вб, В6, Вс, РР, С. По результатам других исследователей [383, 466], среди внеклеточных продуктов, выделяемых морскими водорослями, обнаруживаются тиамин, В12, биотин, аскорбиновая, никотиновая и пантотеновая кислоты, пиридоксин, инозит, витамин Е. Считают [2771, что выделение витаминов В12 и биотина происходит в фазе активного роста водорослей. Следовательно, в процессе жизнедея- чельности клетки водорослей различных систематических групп (зеленых, синезеленых, красных и др.) выделяют в среду самые разнообразные витамины. Основную часть их составляют витамины группы В и биотин. Количество выделенных витаминов и их состав в значительной мере изменяются от видовых и биологических особенностей водорослей, фазы их роста и условий выращивания.
Влияние экологического фактора на количество внеклеточных витаминов показано К. Ю. Мусаевым и другими [1631: по содержанию витаминов группы В различались штаммы вида Nostoc, выделенные из почв разного типа и с разной высоты над уровнем моря. У Amorp- honostoc punctiforme f. populorum наблюдалось также изменение содержания витаминов от высоты местности. У Phormidium foveolarum изменялось количество пиродоксина [198].
Не менее существенное влияние на содержание витаминов оказывают другие факторы среды. Содержание аскорбиновой кислоты у синезеленой водоросли Spirulina platensis изменяется под влиянием условий освещенности [10]. С увеличением освещенности содержание этого витамина существенно увеличивалось. В меньшей степени на синтез аскорбиновой кислоты влияла температура среды.
Накапливаясь в воде, внеклеточные витамины становятся важным экологическим фактором развития многих водорослей. В этом отношении наиболее полно исследованы витамины группы В, в частности витамин В12. В его присутствии в воде нуждаются все виды водо-
рослей для своего нормального роста и развития. При отсутствии в воде витамина В12 не развиваются многие виды не только планктонных, но и бентосных водорослей. Доказана необходимость витамина В12 для динофитовых — Peridinium sp., Gyrodinium sp. [673], Gie- nodinium halli, Amphidinium carterae, криптофитовых — Cyanophora paradoxa, золотистых — Synura sp., красных — Porphyra tenera [491], эвгленовых — Euglena gracilis [393], диатомовых — Sceletonema costatum [382], Cyclotella папа и ряда других водорослей, причем из диатомовых Fragillaria crotonensis, Sceletonema costatum более требовательны к В12 в клетках, чем в среде. Из бурых — Lithosiphon pusillus, Ectocarpus fasciculatus, Pylaiella litoralis [652] нуждаются в витамине B12 даже при культивировании с кинетином.
Особенно чувствительны к витамину В12 морские флагелляты и диатомовые водоросли, которые вообще не развиваются в его отсутствие. Оптимальные концентрации витамина В12 для водорослей очень низки. В частности, оптимальная концентрация витамина В12 для Monochrysis lutheri определена в пределах 2—6 пг/мл [383]. Подсчитано, что на одну особь данной водоросли требуется 540 молекул В12. Следовательно, между содержанием последнего в среде и ростом представителей Chrysophyceae установлена количественная зависимость [3801. Аналогичное содержание В12 необходимо и для Euglena gracilis, а также Stichococcus sp. [382]. Скорость роста Euglena gracilis также прямо пропорциональна концентрации витамина В12, хотя размеры клеток обратно пропорциональны концентрации витамина. При этом установлено, что недостаток В12 приводит к гигантизму клеток, который особенно заметен с возрастом культуры [393]. В отсутствие витамина В12 время генерации ее увеличивается до полной остановки деления, что обусловливает возрастание размеров клеток на 1000—3000 % и накопление РНК и белка — на 400—500 %. Витамин В12 в концентрации 15 мкг/л не влияет на синтез хлорофилла у Euglena gracilis var. bacillaris [385], предотвращает образование пальмеллоидов у морской флагелляты Neuchloris pseudoalveolaris [389], сохраняет подвижность клеток. У Chlorella vulgaris под влиянием дополнительного внесения В12 усиливается деление клеток, но не изменяется содержание Р-каротина [68].
Линейная зависимость между скоростью роста и концентрацией витамина В12 найдена и у ряда диатомовых водорослей. В частности, для Sceletonema costatum она находится в пределах от 0 до 2 нг/мл [696]. При прочих равных условиях разные виды диатомовых водорослей образовывали одинаковое количество клеточного вещества на единицу В12 [451]. Витамины В12 и особенно Вв увеличивают интенсивность роста Ulva fasciata [609].
Витамин В12 оказывает существенное стимулирующее влияние не только на рост, развитие и пигментацию водорослей, но и на ряд метаболических процессов в их клетках, химический состав последних. Например, показано [381], что под влиянием витамина В12 у Monochrysis lutheri и Ochromonas malhamensis в клетках изменялось содержание белка, нуклеиновых кислот, жира, хлорофилла, свободных аминогрупп, но не углеводов [407].
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:Dahutaawe®rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:Dahutaawe®rambler.ruВ отсутствие витамина B12 снижается способность Ochromonas malhamensis к белковому синтезу и образованию валина, фенилаланина, тирозина. Клетки с дефицитом В12 не способны окислять пропионовую кислоту, но быстро окисляют глюкозу, уксусную и муравьиную кислоты. Добавление витамина В12 более чем в 100 раз усиливает окисление пропионовой кислоты. Последнее происходит с образованием метилмалоновой и янтарной кислот, т. е. роль витамина В12 связана с изомеризацией метилмалоновой кислоты в янтарную. При дефиците витамина В12 преобразование пропионовой кислоты происходит только до метил малоновой [2801. Наличие в среде витамина В12 в 1,5—3 раза увеличивает поступление в клетки Ochromonas malhamensis аминокислот, которые сразу же включаются в белки [279]. В присутствии в среде витамина В12 значительно увеличивается содержание жиров у Ulva fasciata. В12 и Вб влияли на содержание в воде растворимых сахаров и биосинтез аминокислот в клетках водоросли [6091. Таким образом, влияние внеклеточного витамина В12 на рост, развитие и метаболические процессы водорослей очень существенно и многообразно. Поэтому даже считают, что продуктивность морей в значительной степени определяется содержанием в морской воде именно витамина В12 [777].
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:Dahutaawe®rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:Dahutaawe®rambler.ru
Наряду с витамином В12 водоросли проявляют значительную чувствительность и к другим внеклеточным витаминам. Особенно нуждаются в наличии последних флагелляты. Для их жизнедеятельности, кроме витамина В12, необходимы витамины Вь В3, Н [670]. Одновременно с витамином В12 нуждается в тиамине и Prymnesium parvum (Chrysomonadina), оптимальная концентрация тиамина для се роста составляет 5 цу/мл [695]. Представители диатомовых водорослей Nitzschia putrida, Nitzschia leucosigma, N. alba хорошо растут на искусственной морской воде при добавлением В12 1 мкг/л и тиамина 1 мг/л [568]. Заметно ускоряется рост динофитовой водоросли Gle- nodinium halli при добавлении в среду тиамина и В12. Считают [676], что большинству видов водорослей, относящихся к Euglenophyceae, Cryptophyceae, Dinophyceae, Chrysophyceae, необходим узкий спектр экзогенных витаминов, в частности В12, тиамин, биотин.
Большинство видов Cyanophyceae, Chlorophyceae, Xantophyceae, Phaeophyceae не нуждается в витаминах.
В целом поглощение внеклеточных витаминов из среды клетками водорослей — процесс достаточно сложный и тесно связан с их метаболической ролью. Например, витамин В12 стимулирует поглощение из среды биотина, что рассматривают как пример метаболитного гомеостазиса на уровне кофермента: при наличии минимума В12 в среде для клеток достаточным было эндогенного биотина. При избытке В12 недостаток эндогенного биотина является фактором, ограничивающим рост, и клетки нуждались в экзогенном биотине [705].
Таким образом, внеклеточные витамины следует считать важным компонентом РОВ природных вод и существенным фактором формирования не только их биологической полноценности, но и роста и размножения водорослей. Однако изучению этого фактора больше внимания уделяли в 40—60-х годах, т. е. в период доминирования по
трофическим статусам олиготрофных и слабомезотрофных водоемов. Евтрофирование последних и вызванное им усиление роста водорослей и макрофитов несколько завуалировано, но ни в коем случае не снизило значимости активных соединений в формировании качества природных вод. Более того, влияние БАВ на гидробионтов и водопо- требителей в условиях евтрофного водоема существенно возросло. Эго определяется не только повышением концентрации в воде растворенных органических веществ и биологически активных соединений как их составных компонентов, но и расширением их качественного состава. Например [705], отмечено, что в евтрофных озерах Северной Америки в воде при содержании в планктоне 1,5 мг С/л, в мертвом органическом материале, частично растворенном, частично взвешенном в виде частиц, содержалось его уже 12,5 мг С/л. При содержании водорослевой массы видов рода Chlamydomonas (Ch. debaryana и Ch. moewusii — в культуре соответственно 384 и 440 мгл) на долю экзометаболитного растворенного органического вещества приходилось 192 и 220 мг/л органического углерода. Принимая во внимание высокую метаболическую активность внеклеточных витаминов, однотипность их наборов у растительных и животных организмов, изучению динамики накопления и трансформации этой группы соединений в воде следует уделить особенно пристальное внимание. Развитие витаминологии пресных вод, по-видимому, должно составить предмет изучения одного из важнейших разделов экологической химии как нового научного направления, формирующегося на стыке гидробиологии и химической физики.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail, oahutaawe^rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail, oahutaawe^rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail, oahutaawe^rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail, oahutaawe^rambler.ru
ГЛАВА 9
ТОКСИНЫ ВОДОРОСЛЕЙ
ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКАТОКСИЧНОСТИ ВОДОРОСЛЕЙ
В настоящее время нет сомнений в том, что многие морские и пресноводные водоросли способны образовывать биологически активные соединения, характеризующиеся высокой токсичностью для гидробионтов и теплокровных организмов. Поскольку токсины водорослей включают сильнодействующие компоненты, необходимо более серьезно осознавать опасность накопления этих соединений в водах, используемых человеком и животными [720]. Как свидетельствуют работы последних лет [52, 102, 113, 332, 438], альготоксины играют важную роль в формировании качества воды и ее биологической полноценности не только для гидробионтов, наземных животных, но и человека. Здоровье последнего во многом зависит от токсических соединений водорослей, накапливающихся в воде и морепродуктах, производство которых усиливается в связи с освоением морского и океанического шельфа под марикультуру.
Несмотря на важную экологическую и токсикологическую значимость альготоксинов, наши сведения о них весьма скромны, что объясняется: 1) значительной специфичностью и лабильностью продуцируемых водорослями соединений, особенно в условиях природных популяций, а также большими трудностями выделения и идентификации токсинов; 2) сложностью состава биологически активных соединений водорослей и влиянием на их токсичность ряда^биологических (видовой состав, наличие сопутствующих бактерий, водорослей-антагонистов, физиологическое состояние организмов и др.), методических трудностей и абиотических факторов (температура, комплексообразование с металлами и другими соединениями, степень аэробности, редокс-состояние и pH среды и др.).
Как видно из данных табл. 30, продуценты токсинов обнаружены у представителей 4 отделов водорослей. Однако сведения о них весьма противоречивы, а химический состав известен лишь для! некоторых альготоксинов. Максимальное количество видов — продуцентов токсинов обнаружено среди синезеленых и динофитовых водорослей. Первые являются возбудителями «цветения» воды в пресных и реже морских водоемах, например, в прибрежных водах вблизи г. Хельсинки синезеленые водоросли интенсивно развиваются, достигая показателей биомассы 200 мг/л [6011. Ко второй группе водорослей относятся возбудители «красных приливов», встречающиеся в морских и океанических водах и значительно реже отмеченные в континенталь-
пых водоемах. Однако в последние годы «красные приливы» все чаще регистрируются и в пресных водах.. Например, Oxyrrhis marina, вызывающая «цветение» воды в озерах Дании (Северо-Западная Ютландия), при концентрации 300 000 кл/мл токсична для рыб [552L В солоноватоводных и пресных водоемах участились случаи массового размножения золотистых водорослей, среди которых также имеются продуценты токсинов, например Prymnesium parvum, синтезирующая примнезин. При численности 720 млн кл/л она вызывает гибель сеголеток и производителей карпа [121].
Наиболее широкий фронт работ по токсинам водорослей в последние годы отмечен в США, Канаде, Японии, ЮАР, Австралии, ФРГ и некоторых других странах. Объектом исследования чаще всего служат пресноводные синезеленые водоросли и представители динофи- товых — возбудители «красных приливов». Интенсификации работ по изучению токсинов водорослей способствовали следующие обстоятельства: 1) участившиеся случаи водных токсикозов, что потребовало исследования биологии, физиологии и биохимии отдельных видов водорослей; 2) повышение методического уровня работ с биологически активными веществами гидробионтов. Разработаны новые методы обнаружения и количественного определения альготоксинов по контролю угнетения активности холинэстеразы [99], по способности токсинов агглютинировать in vitro эритроциты мыши, крысы, человека [332], биологическое тестирование, препаративное выделение токсинов [5901. Это позволило получить новую важную информацию по аль- готоксинам.
Считают [7951, что «цветение» воды вызывается примерно 20 широко распространенными видами синезеленых водорослей, хотя токсическая активность установлена у представителей 7 родов пресноводных и 2 родов морских синезеленых водорослей [6121. Сравнительно полная информация по токсичности получена для Microcystis aeruginosa — основного возбудителя «цветения» воды в пресноводных водоемах различных экологических зон [99], хотя способность продуцировать токсины наряду с М. aeruginosa установлена и у других видов синезеленых водорослей (табл. 29), интенсивно развивающихся в водоемах. Сильный токсин VFDV, выделенный из Anabaena flos- aquae, вызывал гибель белых мышей через 1—10 мин после введения минимальной летальной дозы.
Слабую способность к токсинообразованию, зависящую от возраста, проявили лабораторные культуры Anabaena hassalii, A. varia- bilis, Calothrix sp., Nostoc paludosum, причем их бактерии-спутники токсичностью не обладали [11]. Обнаружена токсичность у Hapalo- siphon fontinalis [82]. Установлена токсичность и у Synechococcus sp., который вызывал отмирание гуппий с такими же симптомами, как и токсины М. aeruginosa (усиление дыхания, изменение двигательной активности, наступление смерти через 3 ч). Согласно данным [705], токсин Synechococcus имеет гетероциклическое строение, очень близок к птеридину и определен как циклический пептид. Образуется он как продукт естественного обмена, особенно у слабоосвещенных и старых культур.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe® rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe® rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe® rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe® rambler.ru
_Т а 6 л н Ц а 29. Токсичные виды синезеленых водорослей [720]
Водоро сли-продуценты
Токсин
Природа соединения
Lyngbya majuscula
Лингбиатоксин A
Алкалоид
Schizothrix calcicola
Дебромоаплизиатоксин
Фенольное соединение
OsciHatoria nigroviridis Nodularia spumigena Microcystis aeruginosa
Осциллатоксин Л Нодулярия-токсин Микроцистин
в » Не известна Пептид
Anabaena flos-aquae (различные штаммы)
Микроцистин-тип-С Анатоксин-а Анатоксин-6 Анатоксин-с
» Алкалоид Не известна Пептид
Aphanizomenon flos-aquae OsciHatoria agardhii O. agardhii var. isothrix
Анатоксин-d Анатоксин-а (s)
Афа ното кси н Осциллатор ия-токсин
Не известна »
Алкалоид
Не известна
O. rubescens
»
»
»
Общеизвестны случаи гибели животных при скармливании им водорослей, нс относящихся к числу токсических форм. Например, Scenedesmus obliquus не токсичен, но кормление свежими водорослями белых крыс приводит к гибели последних, хотя высушенные водоросли могут использоваться как ценный продукт питания [400]. Причиной этого считают наличие в клеточных оболочках спорополленина, который обнаружен у Scenedesmus, у одного из двух штаммов Prototheca, а также у хлорелла [282]. Идентифицированы токсины у отдельных морских планктонных микроорганизмов. В частности, доказано, что морские микроорганизмы синтезируют суругатоксин (C25H26N5O13Br), содержащий индольное и птеридиновое ядра. Суругатоксин вызывает расширение зрачка у животных, легко всасывается в желудочно-кишечный тракт, обусловливая и другие биологические эффекты, свойственные алкалоиду атропину. Суругатоксин впервые был выделен из пищеварительных желез моллюска Babylonia japonica. Значительно позже было доказано его экзогенное для молюска происхождение за счет организмов, служащих пищей моллюсков-фильтраторов, обитающих в районе залива Су руга [60].
Таким образом, сведения о токсических метаболитах водорослей достаточно обширны, однако химическая идентификация большинства соединений не проведена, что затрудняет установление основных закономерностей их появления и трансформации. Поэтому остановимся на рассмотрении вопросов токсичности одного из наиболее распространенных возбудителей «цветения» воды в континентальных водоемах — Microcystis aeruginosa.
ТОКСИНЫ MICROCYSTIS AERUGINOSA
M. aeruginosa распространен в водоемах практически всех стран мира. Многократно описывались токсикозы, вызываемые «цветением» воды этой водорослью в Чехословакии, Канаде, Норвегии, США, ФРГ, СССР, Австралии и др. [720]. Например, в 1980—1981 гг. в Голландии М. aeruginosa стал причиной кожных заболеваний и конъюнктивитов после купания людей в зонах «цветения» воды [519, 562]. Гепатоксин М. aeruginosa (микроцистин) обнаруживался в 9 из 10 исследованных проб, вызывая гибель мышей в течение 3 ч. Хотя считают [562], что микроцистин.не секретируется клетками водорослей в среду, а выделяется после их разрушения ультразвуком, замораживанием — оттаиванием, отмыванием лиофилизированных клеток 0,9 %-ным раствором NaCI, негативное влияние токсинов обнаруживается достаточно четко по аллергическим заболеваниям людей [332].
М. aeruginosa накапливает токсины и в чистой культуре, поэтому его свежесобранные клетки, введенные белым мышам внутрибрюшинно, вызывают одышку и смерть животных через 4—48 ч. Найдено [437], что штамм М. aeruginosa NRC-1 токсичен по отношению к белым мышам, морским свинкам, кроликам, цыплятам, овцам и телятам, вызывая типичное отравление при введении суспензии через рот и внутрибрюшинно, хотя домашние утки к токсину не чувствительны. Как свидетельствуют данные [437], имеется два токсина — эндотоксин FDF и токсин SDF, химическая природа которых, биологическая активность по отношению к животным и источники поступления в воду отличаются. Первый синтезируется водорослями и при минимальной летальной дозе вызывает гибель белых мышей через 1—2 ч после введения перорально или внутрибрюшинно; второй выделяется главным образом сопутствующими бактериями и вызывает гибель белых мышей через 4—48 ч после введения минимальной летальной дозы. В свежих культурах FDF почти нс обнаруживается, но начинает интенсивно формироваться при быстром замораживании и оттаивании культуры, при разрушении се ультразвуком или при полуанаэробном разложении. Токсин FDF представляет собой циклический полипептид, гидролизаты которого содержат семь аминокислот: аспарагиновую, глютаминовую, а-серин, валин, орнитин, аланин и лейцин в соотношении 1 : 2 : 1 : 1 : 1 : 2 : 2. Структура FDF подобна структуре антибиотиков бацитрацина и грамицидина, но не обладает антибиотической активностью.
Из М. aeruginosa штамм UV-106 выделен нестабильный токсин, сходный с быстроубивающим фактором FDF, который обнаружен у М. aeruginosa штамм NRC-1. Симптомы интоксикации — летаргия и паралич, ведущий к смерти. Минимальное время выживания мышей после внутрибрюшинного введения вещества — примерно 40 мин, хотя в экстрактах токсина в очищенном состоянии его действующее начало малоустойчиво [273].
Токсичность лиофилизированных клеток водорослей оказывается более высокой, чем у других синезеленых возбудителей «цветения» воды. LD50 лиофилизированных клеток М. aeruginosa составляла 45—
Scanned & Djvued by Pahula Yuri. Kiev-2007, e-mail Dahutaawe®rambler.ruScanned & Djvued by Pahula Yuri. Kiev-2007, e-mail Dahutaawe®rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahula Yuri. Kiev-2007, e-mail Dahutaawe®rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahula Yuri. Kiev-2007, e-mail Dahutaawe®rambler.ru
114 мг/кг. Для сравнения можно отметить, что ЬД50 для Aphanizome- non flos-aquae равна 200 мг/кг, a Anabaena spiroides — 160 мг/кг, Oscillatoria redekei оказалась нетоксичной [469]. При инъекции животным интактных клеток М. aeruginosa симптомы отравления проявлялись при дозе 100—200 мг/кг, но животные выживали от 10 ч до 2 сут. Эффективная доза разрушения клеток была значительно меньше и составляла примерно 50 мг/кг. В случае гибели мышей в течение 4 ч у них наблюдалось значительное увеличение скорости дыхания, сопровождавшееся спазмами шейных и спинных мышц, а также параличом задних конечностей. У отравленных животных нарушалось периферическое кровообращение, печень погибших была темно-красной с частыми мелкими светлыми точками [469].
Из природных популяций М. aeruginosa, собранных в период «цветения» в одном из евтрофированных озер Японии, выделено и очищено токсическое соединение [7901, не изменяющее своей активности при нагревании до 80 °C в течение 3 мин. Выделенное вещество содержится в клетках в небольшом количестве и характеризуется меньшей токсичностью по сравнению с другими известными токсинами, чем объясняют отсутствие случаев отравления скота в Японии. В то же время из природных популяций М. aeruginosa, собранных у берегов Нового Южного Уэльса (Австралия), выделяли один или два токсических низкомолекулярных пептида, проявляющих гепатоксическое влияние на мышей. При введении молодым овцам с пищей биомассы М. aeruginosa животные погибали в течение 18—48 ч, причем первичным участком проявления токсичности была печень, в которой отмечены симптомы от центрилобулярного до Почти полного некроза гепатоцитов [496]. Интересно отметить, что три выделенных из водоросли токсических пептида отличались как по своему химическому составу, так и по характеру биологического влияния, что указывает на их неиден- тичность и достаточную сложность. В пользу сказанного свидетельствуют данные [313] о выделении из лабораторного клона М. aeruginosa четырех токсинов, имеющих более сложную структуру (чем можно было предполагать на основе анализа аминокислот) и содержащих неполярную боковую цепь с 20 атомами углерода.
Установлено [444], что токсин М. aeruginosa оказывает практически одинаковое цитотоксическое действие на культуру клеток печени PLC/PRF/S, легкого (MRC-5), шейки матки (Hela), яичка хомячка (CH-oKJ), почек (BGM, МА-104), причем цитопатогенный эффект водорослевого токсина практически не отличался от действия энтеротоксина Escherichia coli и выражался в удалении клеток, обнаруживаемом через 8—10 ч инкубации. Однако на размножение Е. coli, Streptococcus faecalis, Tetrahymena puriformis влияние токсина было незначительным, мутагенный эффект также не выявлен.
Особенно высокой токсичностью характеризуется разлагающийся М. aeruginosa. Введение его биомассы мышам вызывает судороги и смерть через 2—3 ч [462]. Зарегистрированы факты гибели крупного рогатого скота, овец, других животных и птиц, обусловленные токсинами, образующимися при отмирании М. aeruginosa [35]. В отстоях последнего, даже при разведении их в 4 раза, отмечена гибель рако- 184
образных, хотя содержание кислорода не было тому причиной [29]. И в более поздних работах показано [556] токсическое действие М. aeruginosa на дафний (Daphnia puliaria), в чистой суспензии которого последние не выживали более 48 ч, хотя меченные по 14С клетки сине- зеленых водорослей и Scenedesmus поглощались животными без избирательности [556]. Более слабой токсичностью обладали отстой Apha- nizomenon flos-aquae: в них ракообразные погибали через несколько часов (при разведении отстоев гибель не наблюдалась). Не проявляли токсичности A. gracile, Synechococcus elongatus, хотя и не были пригодны в качестве корма для дафний [556]. Не отмечена гибель беспозвоночных (дафний и циклопов) в отстоях анабен, вольвокса, глео- трихии.
Следует отметить, что летальность продуктов разложения водорослей для животных может быть обусловлена нс только токсинами, но и другими соединениями, ухудшающими качество воды. Это было доказано на примере токсичности для рыб «молочной воды», регистрируемой в Чесапикском заливе и других местах атлантического побережья Америки при разложении Ulva lactuca. Образующиеся при этом пятна молочного цвета сохранялись в водоеме около 7 дней и характеризовались низким содержанием растворенного кислорода (в 3—4 раза меньше, чем в чистой воде), а также наличием сероводорода, что отрицательно влияло на молодь рыб [458]. Ухудшение гидрохимических условий среды наряду с токсинами служило основной причиной гибели рыб и раков в период «цветения» воды в водоемах Болгарии [764].
ХИМИЧЕСКАЯ ПРИРОДАТОКСИНОВ ВОДОРОСЛЕЙ
Одним из наиболее изученных токсинов водорослей является сакситоксин (3,4,6-триалкилтетрагидропурин — C10H15N7O3 • 2НС1), представляющий собой бесцветный аморфный сильно гигроскопический порошок (рис. 19, 7). Соли его хорошо растворимы в воде, хуже — в метаноле и этаноле, нерастворимы в неполярных растворителях. Сакситоксиноподобные соединения обнаруживаются у синезеленых водорослей — возбудителей «цветения». Однако основными продуцентами сакситоксина являются микроскопические водоросли, вызывающие «цветение» морей и океанов, известное под названием «красных приливов». В их числе Gonyaulax catenella, обитающий главным образом вдоль тихоокеанского побережья Северной Америки, и G. ta- marensis, развивающийся в основном в Северной Атлантике. Сакситоксин концентрируется в зоопланктоне, который питается этими дино- фитовыми водорослями, а также в моллюсках Mytilus californianus, Saxidomus nuttalii, S. giganteus, Schizothaerus nuttalii, Pathia sta- minea, Saliqua patual, Pholadidea penita, Twela staltorum, Modiolus demisus, Mya arenaria, Spisula solidissima. В период массового размножения динофитовых водорослей в пищеварительных железах моллюсков накапливается до 15 мг сакситоксина на особь. Инактивация токсина у моллюсков происходит с разной скоростью: у одних видов (род
Scanned & Djvued by Pahula Yuri, Kiev-2007, e-mail oahutaawe®rambler ruScanned & Djvued by Pahula Yuri, Kiev-2007, e-mail oahutaawe®rambler ru/ — сакситоксин./ — сакситоксин.Рис. 19. Некоторые токсины водорослей: сакситоксин-дигидрохлорид, 3 — гониаутоксин, 5 — дебромаплизиатоксинРис. 19. Некоторые токсины водорослей: сакситоксин-дигидрохлорид, 3 — гониаутоксин, 5 — дебромаплизиатоксин4 -* суругатоксин.4 -* суругатоксин.Mytilus) период инактивации составляет 10 сут, у других (Saxidomus giganteus) токсин сохраняет активность в течение нескольких месяцев.
Scanned & Djvued by Pahula Yuri, Kiev-2007, e-mail oahutaawe®rambler ru
Scanned & Djvued by Pahula Yuri, Kiev-2007, e-mail oahutaawe®rambler ru
/ — сакситоксин.
/ — сакситоксин.
Рис. 19. Некоторые токсины водорослей: сакситоксин-дигидрохлорид, 3 — гониаутоксин, 5 — дебромаплизиатоксин
Рис. 19. Некоторые токсины водорослей: сакситоксин-дигидрохлорид, 3 — гониаутоксин, 5 — дебромаплизиатоксин
4 -* суругатоксин.
4 -* суругатоксин.
В период массового развития динофитовых водорослей большое количество сакситоксина накапливается и в воде. Из 5000 л морской воды, содержащей Gonyaulax catenella, получают 500 000 мышиных единиц химически чистого сакситоксина. Важно отметить, что сакситоксин в концентрации 0,5—10 мкг/мл значительно усиливает действие классических местных анестетиков (прокаина, лидокаина, дибукаина и др.) и удлиняет время их действия, что представляет большой интерес для практической медицины.
Как известно [60], сакситоксин образует прочный комплекс с рецепторными элементами натриевых каналов электрогенных мембран.
Механизм блокирующего действия сакситоксина, вероятно, сводится к «застреванию» в устье канала пуринового каркаса молекулы, размеры которого значительно превышают диаметр канала, в то время как гуанидиновая группа молекулы, соизмеримая по диаметру с гидратированным ионом натрия, легко проникает внутрь канала и оказывает существенное физиологическое действие на жизнедеятельность организмов. Наряду с сакситоксином из G. catenella выделены и другие биотоксины, структурно весьма близкие к сакситоксину, в частности, гониаутоксины — 2 и 3 (рис. 19, 3).
Как видно из табл. 29, химическая природа токсинов синезеленых водорослей исследована недостаточно. В числе их токсинов идентифицирован сакситоксин [1001 и близкие к нему соединения. Выделенные из М. aeruginosa, Aphanizomenon flos-aquae, Anabaena flos-aquae токсины содержат 42 и 21 % белка, 8 и 16 % пептидов, 2,1 и 2,0 % углеводов, 16 аминокислот, в составе которых сумма кислых выше суммы основных. Обнаружены в токсинах дисульфидные и пептидные связи [100].
Показано [101], что биологическая активность токсинов, выделенных из природных популяций водорослей, представленных смесью М. aeruginosa (70 %), Aphanizomenon flos-aquae (28 %), Anabaena flos-aquae (2 %), прямо пропорциональна присутствию дополнительных комплексов белков и интенсивности тиоционатной группы на инфракрасных спектрах. Таким образом, изучение токсичности как лабораторных культур, так и природных популяций М. aeruginosa и ряда других водорослей свидетельствует о том, что широко распространенные в пресных и морских водоемах виды водорослей обладают способностью продуцировать токсические соединения высокой биологической активности. Содержание последних (например, альго- токсина синезеленых водорослей в период «цветения» воды в Кременчугском водохранилище) колеблется в пределах 1 - 10”3 — 1 X X 10™8 мг/л [99]. Это говорит о весьма существенном влиянии биологически активных веществ водорослей на гидробионтов и теплокровных организмов.
Не выяснены причины колебания токсичности даже у близкородственных видов и штаммов: например, из 19 исследованных штаммов М. aeruginosa 8 продуцировали токсин FDF, а из 7 штаммов Anabaena flos-aquae 5 продуцировали VFDF, тогда как ни у одного из 9 других исследованных видов синезеленых водорослей (26 штаммов) токсинов не обнаружено [437]. Различный химический состав токсинов и их разнообразная биологическая активность свидетельствуют о значительной сложности изучения данной группы соединений. Этим объясняется и тот факт, что несмотря на использование арсенала самых современных биохимических и биофизических методов, структура многих трксинов и характер их действия не выяснены, что указывает на необходимость проведения самого широкого комплекса исследований в этом направлении. Актуальность постановки подобных задач определяется также следующими моментами:
близостью физиологического действия альготоксинов препаратам наркотического типа. Например, осуществлен синтез анатоксина-а
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.Dahutaawefftirambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.Dahutaawefftirambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.Dahutaawefftirambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.Dahutaawefftirambler.ru
из кокаина [437], причем полученный синтетический препарат аналогичен соединению, продуцируемому Anabaena flos-aquae;
при нарушении равновесия в гидробиоценозах под влиянием антропогенных факторов существенно изменяются процессы авторегуляции их формирования, наиболее сбалансированные в уравновешенных фитоценозах [55]. Это, в свою очередь, оказывает влияние на уровень накопления биологически активных соединений в среде, а через них на формирование качества воды и функциональную активность гидробионтов.
«ЦВЕТЕНИЕ» ВОДЫ И ТОКСИЧНОСТЬ
Как видно из данных табл. 30, «цветение» воды за счет массового размножения водорослей отмечено практически во всех природных водоемах — океанах, морях, солоноватоводных лагунах, континентальных водоемах. Наличие токсических «цветений» зарегистрировано в Канаде, США, Новой Зеландии, Австралии, СССР, Индии, Израиле, Японии, Южной Африке. В 1980 г. случаи интоксикации животных, птиц, рыбы обнаружены и подтверждены документально в 11 из 26 европейских стран [7201, хотя внимания изучению этого явления уделяют значительно меньше, чем в Северной Америке. Возбудителями «цветения» выступают различные виды водорослей. Усиление развития последних является следствием экологических нарушений, происходящих в водных экосистемах под влиянием антропогенных факторов [211].
В последние годы участились случаи «цветения» воды за счет отдельных, ранее не вызывавших это явление видов водорослей и других организмов. Например, известно явление «цветения» воды в Баденском озере за счет размножения десмидиевой водоросли Staurastrum pinque, окрасившей воду в коричнево-зеленый цвет [565]. Это один из немногих представителей десмидиевых, предпочитающих воды, богатые биогенными элементами. Сообщается о необычном токсическом «цветении» осциллаторий и микроцистиса в Норвегии [720], при этом отмечена четкая корреляция между концентрацией РОВ в воде и численностью синезеленых водорослей [795], между усилением «цветения» и образованием «красных приливов» за счет массового размножения динофлагеллят с накоплением в воде концентрации РОВ и гетеротрофным питанием водоросли, а также с выделением метаболитов — ингибиторов роста других водорослей [284]. Описан даже случай «красного прилива» в Черном море (западная часть) весной 1984 г., вызванный инфузориями Mesodinium rubrum. Биомасса инфузорий под 1 м2 составила 232 г, биомасса в слое максимума на глубине 2 м достигала 167 г/м3 при численности организмов 2,9 млн экз/л [233]. В подавляющем большинстве «цветение» воды сопровождается образованием как внутриклеточных токсических соединений, так и накоплением их в воде не только в результате прижизненного экскре- тирования, но и вследствие разрушения клеток, хотя в ряде случаев при цветении токсичность не обнаружена.
В механизмах токсинообразования еще много неясного. Однако
поскольку накопление альготоксинов, в первую очередь, связано с качеством воды и морепродуктов, возникает настоятельная необходимость прогнозирования его возникновения. В правильности прогноза важную роль играет ответ на вопрос, почему возникает токси- нообразование и какую роль оно играет в функционировании водных экосистем. Сведений по данному вопросу в литературе мало и существует ряд противоречивых мнений. Одни авторы считают [603], что основная экологическая роль растительных токсинов состоит не в защите растений от фитофагов и патогенных микроорганизмов, а связана с их влиянием на разложение растительного опада и, следовательно, с поддержанием цикла круговорота биогенных элементов в экосистемах. По мнению других авторов [315, 326], образование животных и растительных токсинов является приспособлением для отпугивания потенциальных потребителей. Даже выделение токсинов М. aeruginosa считают защитным механизмом против выедания [556]. В пользу сказанного [326] свидетельствует и факт распространения токсических организмов в море; на рифах их больше, чем в других морских экосистемах. Это явление связывают в первую очередь со стационарным образом жизни основных организмов рифа. Часть из них — сидячие прикрепленные организмы, часть — свободные, но малоподвижные (полихеты, гастроподы, фунгииды, комменсальные ракообразные, иглокожие), часть подвижные, но привязанные к определенному месту (рыбы-лабриды, помацентриды и др.). Высокий пресс хищников, обилие вирусов, бактерий и личинок-обрастателей вынуждает сидячих и малоподвижных обитателей рифов вырабатывать средства борьбы с ними. В связи с этим токсичность губок, голотурий, рыб и других рассматривают как средство защиты от хищников, токсичность губок и кишечнополостных — как средство защиты от микроорганизмов и обрастателей, ядовитость конусов и других животных — способом использования преимуществ стационарного образа жизни.
Исходя из сказанного, выработку и накопление токсинов связывают также с явлением мимикрии у животных и насекомых. В этом случае токсинообразование как бы обусловлено формированием трофических цепей. Подтверждением данной точки зрения служат факты выработки травоядными животными специальных противоядий к растительным ядам тех растений, которыми они питаются и, наконец, в свою очередь, использование травоядными животными накопленных в их телах растительных ядов для защиты от собственных хищников. Например, доказано образование чрезвычайно высоких концентраций сердечных гликозидов в теле ряда гусениц чешуекрылых, поедающих ядовитые растения. Хищники остерегаются трогать таких гусениц. Подобного рода примеры известны для водных организмов. В частности, общеизвестны факты накопления моллюсками токсинов, не оказывающих отрицательного влияния на их жизнедеятельность, но вызывающих отравление людей и животных при использовании моллюсков в пищу. Например, в течение 1976 г. в Швейцарии, Австрии и других странах, импортирующих мидии, выращиваемые в подвесной культуре в Испании, были отмечены случаи отравления мидиями, употребляемыми в сыром, мороженом и консервированном виде.
ВодорослиВодорослиМесто наблюдения
Водоросли
Водоросли
Динофитовые
Gonyaulax tumarensis
G. tumarensis
G. tumarensis var. excavata
G. excavata
G. polygramma
G. catenata
Gambierdiscus toxicus gen. et sp. n.
Dinophysis acuminata
Exuviaella corelata
E. baltica
Glenodinium pulvisculus var. oculatum
Woloszynskia tenuissima
Австралия, Южная часть Новой Англии и Лонг-Айленд
У берегов Сенегала, Мавритании
Океанические воды
Океанические воды, прибрежные воды, залив Мэн
Мыс Доброй Надежды, залив Фолс
Балтийское море
О-ва Таити и Гамбиер (территория эндемической болезни «цигатеры»)
Голландия, р-н Баддензее, прибрежные воды
Северо-западная часть Черного моря
Побережье Анголы
Оз. Лаго, Товель на высоте 1182 м (Альпы)
Оз. Фишкальтерзее (ФРГ)
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail nahutaaweirzirambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail nahutaaweirzirambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail nahutaaweirzirambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail nahutaaweirzirambler.ru
Prorocentrum micans
P. micans
Peridinium bipes f. tabulatum
Gyrodinium aureolum
G. aureolum
Gyrodinium sp.
Gymnodinium breve
G. breve
G. veneficum
G. splendens
G. breve
Gyrodinium aureolum
Pyrodinium bahamense
Фитопланктон с доминированием дино- флагеллат
To же
Синезеленые
Microcystis aeruginosa
Coelosphaerium naegelianum
Anabaena spp.
Aphanizomenon flos-aquae
Gloeotrichia echinulata
Gloeotrichia echinulata
Lyngbya birgei
Anabaena planctonica
Новая Зеландия, р-н Уэстпорта, залив Ка- рамиа
Морские воды побережья Испании
Водоемы Болгарии
Северо-Западная Ирландия
Северное побережье Уэльса Лагуна Обидос у берегов Флориды Там же
»»
»»
Прибрежные воды США
У берегов Греции
Там же
Прибрежные воды Новой Гвинеи
Побережье Японии
О-ва Маркизские, Туамоту
Озера Канады
Там же
»»
»»
»»
»»
»»
Каналы Индии
Токсин паралитического действия[274]Имеется[666]Сакситоксин[309]Токсичны для мышей, вызывают па[359, 714}раличГибель морской фауны[758]Не токсична[168]Токсичность[260]Токсин паралитического действия[274]Имеется[666]Сакситоксин[309]Токсичны для мышей, вызывают па[359, 714}раличГибель морской фауны[758]Не токсична[168]Токсичность[260]»»более 20 тыс. кл/л«Красный прилив» »»«Красное цветение» до глубины 10 м«Цветение» воды после проведения мероприятий по удалению фосфора, численность 2860 кл/мл, биомасса 35,9 г/м3«Красный прилив», коричневый цвет воды, площадь «цветения» 16 X X 8 км«Цветение» воды»»более 20 тыс. кл/л«Красный прилив» »»«Красное цветение» до глубины 10 м«Цветение» воды после проведения мероприятий по удалению фосфора, численность 2860 кл/мл, биомасса 35,9 г/м3«Красный прилив», коричневый цвет воды, площадь «цветения» 16 X X 8 км«Цветение» воды»»»»»»»»«Красный прилив», 21,5 млн кл/л»»»»»»»»«Красный прилив», 21,5 млн кл/л[520, 1661[166][396][594][742][520, 1661[166][396][594][742]Массовая гибель рыбы«Красный прилив» »»«Красный прилив», 107 кл/л«Красный прилив»«Красный прилив», 5 • 10е кл/л«Красный прилив»»»Массовая гибель рыбы«Красный прилив» »»«Красный прилив», 107 кл/л«Красный прилив»«Красный прилив», 5 • 10е кл/л«Красный прилив»»»«Цветение» воды»»»»»»»»»»»»«Цветение» воды«Цветение» воды»»»»»»»»»»»»«Цветение» воды
Токсин паралитического действия
[274]
Имеется
[666]
Сакситоксин
[309]
Токсичны для мышей, вызывают па
[359, 714}
ралич
Гибель морской фауны
[758]
Не токсична
[168]
Токсичность
[260]
Токсин паралитического действия
[274]
Имеется
[666]
Сакситоксин
[309]
Токсичны для мышей, вызывают па
[359, 714}
ралич
Гибель морской фауны
[758]
Не токсична
[168]
Токсичность
[260]
»»
более 20 тыс. кл/л
«Красный прилив» »»
«Красное цветение» до глубины 10 м
«Цветение» воды после проведения мероприятий по удалению фосфора, численность 2860 кл/мл, биомасса 35,9 г/м3
«Красный прилив», коричневый цвет воды, площадь «цветения» 16 X X 8 км
«Цветение» воды
»»
более 20 тыс. кл/л
«Красный прилив» »»
«Красное цветение» до глубины 10 м
«Цветение» воды после проведения мероприятий по удалению фосфора, численность 2860 кл/мл, биомасса 35,9 г/м3
«Красный прилив», коричневый цвет воды, площадь «цветения» 16 X X 8 км
«Цветение» воды
»»
»»
»»
»»
«Красный прилив», 21,5 млн кл/л
»»
»»
»»
»»
«Красный прилив», 21,5 млн кл/л
[520, 1661
[166]
[396]
[594]
[742]
[520, 1661
[166]
[396]
[594]
[742]
Массовая гибель рыбы
«Красный прилив» »»
«Красный прилив», 107 кл/л
«Красный прилив»
«Красный прилив», 5 • 10е кл/л
«Красный прилив»
»»
Массовая гибель рыбы
«Красный прилив» »»
«Красный прилив», 107 кл/л
«Красный прилив»
«Красный прилив», 5 • 10е кл/л
«Красный прилив»
»»
«Цветение» воды
»»
»»
»»
»»
»»
»»
«Цветение» воды
«Цветение» воды
»»
»»
»»
»»
»»
»»
«Цветение» воды
Характер вызываемого явления
Наличие токсинов
Литературный источник
«Красный прилив», сопровождающийся накоплением токсинов в моллюсках и отравлениями ими
Токсичность прибрежных вод и замор морских животных
«Цветение» воды
«Красный прилив»
«Цветение» воды
»»
«Цветение» воды
»»
Не обнаружена Сведений нет Не токсична
То же
Токсичность сомнительна[333]
Сакситоксин, накапливается в ми- [359] ДИЯХ
Сильная токсичность, происходит [764] гибель рыбы
Токсичность проявляется[737]
Не обнаружено[296]
Токсичность моллюсков[438]
Очень токсична, вызывает замор[587]
рыбы
Токсичность[343]
Токсичность типа кураре[296]
Токсичность проявляется[398]
То же[233]
» »[233]
Токсична[579]
Токсин, вызывающий заболевание[438]
«сигуатера»
Заболевание людей, обусловленное[371]
токсинами фитопланктона
Свежесобранные не вызывали ле- [446] тального эффекта, но токсичность увеличивалась, достигая максимума через 18 ч при выдерживании при 27 °C
»
»
Токсин, вызывающий гибель рыбы, [733] снижение эффективности работы водоочистных фильтров
Anabaena flos-aquae
Оз. Бертон (Канада)
Anabaena flos-aquae Microcystis aeruginosa Aphanizomenon flos-aquae Anabaena sp.
Oscillatoria rubescens 0. rubescens
Оз. Танганьика (Центральная Африка) Водохранилища Днепра
Там же »»
Мазурские озера (ПНР)
Пресные водоемы Европы
Aphanizomenon flos-aquae Nodularia spumigena Anabaena flos-aquae Microcystis aeruginosa Anabaena variabilis
Балтийское море Там же
»»
Водоемы Болгарии
Место наблюдения
Водоросли
Aphanizomenon flos-aquae
A. flos-aquae
A. gracile
Oscillatoria redekei
Anabaena circinalis
A. flos-aquae
Oscillatoria agardhii var. isothrix 0. rubescens
X лоромонадофи товые
Chattonella subsalsa (Hornellia marina)
Мелкие евтрофные водоемы Англии Там же
»»
»»
Англия, глубокие евтрофные водоемы
Порт Алжир (Африка)
Район Малабора (Индия)
Залив Виль-франшсюр-мер
Золотистые
Prymnesium parvum
Солоноватоводные участки у Варны
P. parvum
Внутренние и солоноватые воды Израиля, Голландии, Дании
P. parvum
Coccolithus huxleyi
Водоемы Болгарии
Прибрежные воды Норвежского моря
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.nahutaawe(%rambler.ru
Продолжение табл. 30
Характер вызываемого явления
Наличие токсинов
Литературный источник
»»
Стойкий активный токсин, переходящий в фильтрат. Мыши гибли через несколько минут после инъекции. Из выделенных 14 штаммов 8 были токсичными
[440]
»»
Токсичность проявляется
[753]
»»
»»
»»
То же
» » » »
[99]
Красная окраска льда и воды
Токсичность не выражена
[663]
«Красное цветение»
Не токсична, но обедняет воду кислородом, что отрицательно влияет на рост
[342]
«Цветение» воды
Токсичность проявляется
[168]
»»
»»
«Цветение» воды, 3,8 млрд кл/л
»»
»»
Сильная токсичность. Гибель рыбы в водоемах. Гибель в инкубаторах оплодотворенной икры белого и пестрого толстолобов, узкопалого рака; в садках и прудах погибли молодь и взрослые особи растительноядных рыб и раков
[764]
[764]
«Цветение» воды
»»
»»
»»
»»
Токсичность проявляется
То же
»»
» »
» »
[795]
»»
Не обнаружена
[795]
«Цветение» воды зеленого цвета, 2 млн экз/л
Токсичность не проявлялась
[479]
«Цветение» воды зеленого цвета
Отмечена смертность морских животных (рыб и ракообразных)
[751]
«Цветение» воды
Токсичность вызывалась слизью [7691 трихоцист водоросли, безвредной в вегетативном состоянии.
Массовая гибель морской фауны, частые случаи смертельного отравления человека с явлениями, напоминающими кураре
«Цветение» воды, желто-зеленая ок
Токсичность для рыб и беспозвоноч-
[546]
раска
ных, особенно в щелочной среде и в темноте. Имеется ихтиотоксин
То же
Токсичность проявляется
[599]
«Цветение» воды
Гибель рыбы
[764]
Молочно-зеленая окраска моря,
Токсичность проявляется, но, воз- [305]
115 млн кл/л
можно, вызвана изменением среды
Популяция вольвоксовых Caulerpa bikinensisПопуляция вольвоксовых Caulerpa bikinensisScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaciwe®rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaciwe®rambler.ruБалтийское мореТам же»»»»Район ГельголандаМазурские озераЗалив на южном берегу о. ЛонгаТам жеБалтийское мореТам же»»»»Район ГельголандаМазурские озераЗалив на южном берегу о. ЛонгаТам жеКонтинентальные водоемыКонтинентальные водоемы
Популяция вольвоксовых Caulerpa bikinensis
Популяция вольвоксовых Caulerpa bikinensis
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaciwe®rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaciwe®rambler.ru
Балтийское море
Там же
»»
»»
Район Гельголанда
Мазурские озера
Залив на южном берегу о. Лонга
Там же
Балтийское море
Там же
»»
»»
Район Гельголанда
Мазурские озера
Залив на южном берегу о. Лонга
Там же
Континентальные водоемы
Континентальные водоемы
Водоросли
Место наблюдения
Зеленые
Staurastrum pingue
Баденское озеро (Швейцария)
Залив Патти, Мессина
Тихий океан, у Западне-Каролинских о-вов
Диатомовые
Sceletonema costatum Thalassiosira baltica Chaetoceros holsaticus Achnantes taeniata Melosira arctica Thalassiosira rotula Melosira binderiana M. islandica Chaetoceros simplex, Thalassiosira nana Skeletonema costatum
Эвгленовые
Euglena sanguinea
Причиной этого являлся «красный прилив», вызываемый Prorocentrum micans, продуцирующей сакситоксин, который накапливался в мидиях. Значительному накоплению токсина в моллюсках способствует и другой возбудитель «красного прилива» — Gonyaulax excavata [359]. Его покоящиеся цисты содержат сакситоксина примерно 0,0002 мкг на одну цисту, т. е. почти в 10 раз больше, чем подвижные клетки. Моллюски поедают бентосные цисты и сами становятся токсичными, оказывая на тех, кто их потребляет, паралитическое действие. Токсичность оседающих на дно цист может быть причиной отравления людей моллюсками, неконтролируемого из-за отсутствия «красного прилива».
В 1976, 1979, 1981 гг. отмечены случаи отравления мидиями людей в Нидерландах [520]. Причиной этого явились вспышки развития в прибрежных водах Dinophysis acuminata, когда концентрация водорослей превышала 20 тыс. кл/л. Считают, что водоросль продуцирует токсин, накапливающийся в мидиях. Важно отметить, что токсины яда паралитического действия моллюсков являются вторичными метаболитами, схожими с токсинами, выделяемыми микроскопическими грибами (микотоксинами). О способности моллюсков накапливать образуемые водорослями органические соединения свидетельствуют факты «покраснения» устриц, вызванные «цветением» Mesodi- nium rubrum в оз. Гревелинген. При численности водоросли в воде около 1000 экз./л у мидий желудок и область пищеварительной же-
«Цветение»
воды
Не
обнаружен
[168]
»
»
»
»
»
»
»
»
»
»
»
»
»
»
»
»
»
»
»
»
[4561
»
»
»
»
[633]
»
»
»
»
[696j
»
»
»
»
[696]
Кроваво-красная окраска воды Не обнаружен
[799]
Характер вызываемого явленияНаличие токсиновЛитературный источ-никХарактер вызываемого явленияНаличие токсиновЛитературный источ-никПродолжение табл. 30Продолжение табл. 30Токсичность не проявляетсяТоксичность не проявляется[420, 5651[420, 5651«Цветение» воды коричнево-зеленого цветаПокраснение прибрежных водИнтенсивное развитие в прибрежной зоне«Цветение» воды коричнево-зеленого цветаПокраснение прибрежных водИнтенсивное развитие в прибрежной зонеТо жеТоксичен для рыб в концентрации 5 мкг/мл, для яиц морского ежа LD5o = 1—2 мкг/л. Производные моноциклофарнезола, 3 циклических сесквитер пеной даТо жеТоксичен для рыб в концентрации 5 мкг/мл, для яиц морского ежа LD5o = 1—2 мкг/л. Производные моноциклофарнезола, 3 циклических сесквитер пеной да[648][648]
Характер вызываемого явления
Наличие токсинов
Литературный источ-
ник
Характер вызываемого явления
Наличие токсинов
Литературный источ-
ник
Продолжение табл. 30
Продолжение табл. 30
Токсичность не проявляется
Токсичность не проявляется
[420, 5651
[420, 5651
«Цветение» воды коричнево-зеленого цвета
Покраснение прибрежных вод
Интенсивное развитие в прибрежной зоне
«Цветение» воды коричнево-зеленого цвета
Покраснение прибрежных вод
Интенсивное развитие в прибрежной зоне
То же
Токсичен для рыб в концентрации 5 мкг/мл, для яиц морского ежа LD5o = 1—2 мкг/л. Производные моноциклофарнезола, 3 циклических сесквитер пеной да
То же
Токсичен для рыб в концентрации 5 мкг/мл, для яиц морского ежа LD5o = 1—2 мкг/л. Производные моноциклофарнезола, 3 циклических сесквитер пеной да
[648]
[648]
лезы интенсивно окрашивались в красный цвет за счет пигмента водорослей [521]. В целом способность гидробионтов накапливать различные соединения, в том числе и обладающие токсичностью, получила столь широкое распространение, что контроль морепродуктов (рыбы, моллюсков и др.) лишь на основании стандартных индикаторных тестов, таких, как общее число колоний на чашках, определение коли-форм и Escherichia coli, стал недостаточным для выявления случаев гастроэнтерита, обусловленных устрицами, рыбой и другими продуктами аквакультуры [423]. Учитывая то обстоятельство, что в нашей стране в Азово-Черноморском, Дальневосточном и Беломорском бассейнах проводится широкий комплекс работ по организации крупномасштабного промышленного выращивания мидий и их комплексного использования в кормовых и пищевых целях, проблема аккумуляции водорослевых токсинов в моллюсках и контроль их качества приобретают первоочередной интерес и ка кное значение.
Третья группа авторов считает продуцируемые водорослями токсины своеобразными регуляторами водных биоценозов и средством борьбы за ареал. Доказано [102], что токсин синезеленых водорослей, выделенный из естественных популяций методом селективной ионообменной хроматографии и внесенный в концентрации 0,01—10 мг/л в модельные и природные водоемы, значительно влияет на формирование биоценозов, а также на процессы самоочищения. Действие токсина (0,01—0,001 мг/л) усиливается в комбинации с фенолом (0,001 мг/л)
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007. e-mail.Dahutaawe®rambler,ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007. e-mail.Dahutaawe®rambler,ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007. e-mail.Dahutaawe®rambler,ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007. e-mail.Dahutaawe®rambler,ru
и хлорампом (10 и 100 мг/л) как компонентами промышленных стоков. Под влиянием токсинов водорослей и компонентов промышленных стоков нарушается минерализация органического вещества и стимулируется развитие отдельных групп микроорганизмов. Найдено также, что Gymnodinium splendens— один из возбудителей «красного прилива» в период интенсивного развития (5,1 • 105 кл/л) — снижает в 2—3 раза скорость фильтрации воды у рачков, а доля рачков с полными кишечниками в слое воды с водорослями снижается в 2—4 раза по сравнению с другими слоями. В целом зоопланктон избегает слоев воды с повышенной концентрацией водорослей [398], так как под влиянием токсинов изменяется не только распределение зооорганизмов и характер их питания, но и выживаемость. Установлено, для артемии солоноватоводной LD50 продуцируемого Gonyaulax tamarensis сакситоксина составляет 0,4403 мг вещества на одну особь, или 73,4 мкг/кг массы тела рачков [309], что соответствует содержанию водорослей 1258 кл/мл.
Gymnodinium breve в концентрации 200 000 кл/л токсична для большинства видов рыб; массовая смертность последних у берегов Флориды связана с периодичностью появления «красного прилива», обусловленного этим видом водорослей [586]. Гибель рыб и беспозвоночных зарегистрирована и в результате массового развития хризомонады Prymnesium parvum и продуцируемого ею примнезина [546]. Токсичность последнего для рыб значительно усиливается при повышении температуры от 7—10 до 28 °C: при 8,6 °C гибель рыб отмечена через 351 мин, при 28 °C — до 6,5 мин при концентрации клеток 570 млн/л. Описаны факты восстановления биоценоза скалистого побережья Северо-Западной Ирландии после токсического «цветения» воды в результате размножения динофлагеллаты Gyrodinium aureo- lum. В 1979 г. под влиянием токсинов водоросли погибли представители ряда компонентов биоценоза, в основном гастроподы и иглокожие (виды литторин, Gibbula imbilicalis, Patella vulgata). Пострадали как хищники (Nuella lapillus, крабы, рыбы и морские звезды), так и фильтраторы (мидии Anomia и асцидии). В результате снижения численности потребителей резко возросло количество бурых водорослей (виды Fucus, Pelvetia canallculata, Enteromorpha), причем даже после зимних штормов 1981—1982 гг. процент покрытия поверхностей водорослями оставался на 50 % выше, чем до «цветения». К апрелю 1983 г. количество бурых водорослей еще более возросло, а численность гастропод восстанавливалась медленно. Даже через год после «цветения» только Patella, благодаря переносу планктонной личинки# восстановила свою популяцию. Популяции других гастропод достигли исходного уровня только к лету 1982 г., продолжая развиваться и в 1983 г., популяция Littorina littorea не восстановилась до апреля 1983 г.
Следовательно, токсические метаболиты водорослей оказывают весьма существенное влияние на формирование как видового состава, так и численности многих^представителей биоценоза, причем это влияние сохраняется весьма длительный период и после «цветения» за счет выпадения отдельных групп животных организмов. Восстанов-
ление численности и биомассы последних проходит годами, что способствует усилению вегетации отдельных видов диатомовых, нитчатых зеленых и особенно бурых водорослей. В то же время в период «красного прилива» отмечено появление хищной неидентифицированной инфузории, которая поедала Gymnodinium breve и, таким образом, в определенной мере регулировала ее численность [586].
Исследования показали, что токсическое влияние на различные компоненты гидробиоценозов могут проявлять не только водоросли — возбудители «цветения», и виды, связанные с «красными приливами». Токсичность зарегистрирована и у ряда субтропических морских макрофитов [761]. В частности, экстракты из 6 видов водорослей (зеленые— Anadyomene stellata, Caulerpa prolifera, Penicillus ca- pitatus; красные — Centroceras clavulatum, Laurencia papillota, L. poitel) показали летальную токсичность для Euconistomus argen- tens Baird. Girard. Экстракты из 3 видов (зеленые — A. stellata, бурые— Dictyota dichotoma, красные — Wrangelia penicillata) лизировали эритроциты морского леща Archosargus rhomboidalis (L.)
Токсичность влияния отдельных видов водорослей для компонентов гидробиоценозов доказана и другими авторами. Например, показана [686] острая токсичность ряда синезеленых водорослей для инфузорий Paramecium caudatum. Установлено, что значительную токсичность проявила Gloeotrichia echinulata, UTEX 1303, вызывавшая смерть или снижавшая двигательную активность зооорганизмов даже в концентрации 0,1 мг/мл. После обработки ультразвуком, т. е. разрушения клеток, появлялась токсичность и у Nostoc linckia, хотя после высушивания его биомасса, как и биомасса Anabaena flos-aquae NRC-44, оказалась нетоксичной в концентрации от 0,001 до 1,0 мг/мл сухого вещества. Fisherella epiphytica проявила токсические свойства только при максимальной концентрации через 8 ч.
Сказанное выше дает основание для заключения, что, во-первых, токсичность зависит от вида водорослей, физиологического состояния их клеток и степени разрушения последних; во-вторых, виды водорослей, токсичные для низших ракообразных, оказались токсичными и для простейших. При этом следует отметить, что отдельные виды синезеленых водорослей могут выедаться ракообразными. Например, ежедневное потребление клеток Tolypothrix 5 видами ракушковых ракообразных Cypris sp. колебалось от 340 до 0,2 мг/особь, причем потребление зависело от температуры и размера рачка. Оно было постоянным в пределах pH 5—10. Возраст культуры в одних случаях сказывался отрицательно на потреблении, в других — не влиял на него [445].
Показана также токсичность экстрактов из М. aeruginosa на Daphnia longispina Erecypris virens [741], хотя живые клетки оказывали положительное влияние на выживаемость D. longispina и не подавляли их размножение. Токсическое действие оказывали фикобилиновые пигменты водорослей, выделенные из клеток замораживанием. Доказана [82] токсичность ряда синезеленых водорослей (Hapalosiphon fontinalis, Anabaena variabilis, Microcystis aeruginosa) по отношению к личинкам кровососущих насекомых (комаров родов Culex, Aedes).
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail nahutaciwe®rambler njScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail nahutaciwe®rambler nj
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail nahutaciwe®rambler nj
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail nahutaciwe®rambler nj
В присутствии метаболитов этих водорослей подавляется развитие личинок кровососущих комаров, причем наиболее ядовита культура Hapalosiphon font inalis: в присутствии ее погибают все стадии личинок.
Культуры синезеленых водорослей (Synechocystis sp., Anabaena augstumalis, A. variabilis, Merismopedia sp., Nostoc sp., N. muscorum, Microcystis aeruginosa) оказывали ингибирующее влияние на развитие личинок комнатной мухи, в результате чего многие из них не окончили развития в срок, а некоторые погибали. Личинки, не окончившие развития, окукливались в более мелких, чем контрольные, пупариях (масса 12,5 мг против 34,3 мг в контроле). Мухи, вылетевшие из таких пупариев, были также более мелких размеров. Насекомые спаривались, откладывали яйца, однако выхода личинок не отмечалось [200]. Большинство культур упомянутых синезеленых водорослей при добавлении их биомассы в корма вызывали 100 %-ную гибель гусениц шелкопряда уже на 3-и сутки, Synechocystis sp. и М. aeruginosa обусловливали полную смертность гусениц непарного шелкопряда на 5—7-й день [200]. Это указывает на значительную перспективность биологически активных веществ водорослей в качестве средства борьбы с вредными видами насекомых.
Таким образом, токсические метаболиты водорослей могут быть отнесены к числу существенных факторов формирования не только качества воды, но и гидробиоценозов за счет подавления жизнедеятельности и отмирания отдельных его компонентов. В связи с этим представляет интерес рассмотрение механизмов влияния токсинов водорослей на живые организмы и водные экосистемы в целом.
МЕХАНИЗМЫ ВЛИЯНИЯ ТОКСИНОВ ВОДОРОСЛЕЙ
Сведений по данному вопросу в литературе немного, однако уже имеющиеся факты свидетельствуют о высокой функциональной активности альготоксинов. В частности, доказано влияние альготоксинов на нарушение проницаемости мембран клетки [444], что объясняют высокой специфичностью взаимодействия их с Na-каналами возбудимых мембран [517]. Найдено, что фитотоксины, вступая в контакт с плазмалем- мой клетки, изменяют активность АТФ-азы [729], что играет важную роль в транспорте ионов через биомембраны.
Наиболее полные сведения по механизмам влияния токсинов водорослей на организм холоднокровных животных — рыб, моллюсков — находим в работах А. Я. Маляревской и Т. И. Биргер [24, 146]. Доказано, что под влиянием токсинов у рыб происходит нарушение поведенческих реакций (потеря равновесия и координации движения). Клинические признаки отравления наиболее ярко выражены у рыб, обитающих в местах массовых скоплений синезеленых водорослей — возбудителей «цветения» воды. Под влиянием альготоксинов у рыб вначале наблюдается повышенная двигательная активность, учащение дыхания. Затем движения животных становятся вялыми, нарушается координация, возникает адинамия, угнетение дыхания. Рыба ложится на дно и гибнет. У рыб, отловленных в скоплениях синезеленых водорослей, обнаруживаются воспалительные процессы, некро-
зы кожи и жаберных лепестков, встречаются заболевания глаз. Па' талого-анатомические изменения при отравлении характеризуются полнокровием и кровоизлияниями во внутренних органах рыб (печень, почки, слизистые оболочки кишечника, мозг и жаберные лепестки), а также истончением кишечника. В паренхиматозных органах рыб, особенно в печени, отмечены дегенеративные изменения, рассеянные некрозные очаги, дряблость консистенции органов.
Как показано [146], токсины синезеленых водорослей являются нервно-паралитическими и дыхательными ядами. Механизм их негативного влияния на метаболические процессы рыб связан с нарушением окислительно-восстановительных реакций в тканях за счет изменения соотношения окисленной и восстановленной форм никотинамидных коферментов в сторону превалирования последней. Это усиливает процессы гликолиза и направляет распад углеводов по анаэробному пути. Действие альготоксинов затрагивает и ряд ферментов цикла Кребса, дыхательной цепи и пентозофосфатного шунта, нарушает энергетику клетки, в связи с чем мобилизация энергетических ресурсов сменяется их . истощением.
Не менее существенное значение в нарушении комплекса метаболических процессов имеет уменьшение содержания в клетках витамина Bv Bi-авитаминоз вызывает изменение у рыб всех обменных процессов, в которых принимает участие тиамин. Установлено [146], что Bi-авитаминоз является специфическим изменением для влияния си- незеленых водорослей, поскольку снижение содержания общего тиамина приводило рыб к агонии, а затем к гибели, а инъекции тиамин- хлорида продлевали их жизнь. Поскольку витамин Bi участвует во многих метаболических реакциях, затрагивающих распад и синтез белков, липидов, углеводов, гормонов и многих других жизненно важных соединений, эндогенная тиаминная недостаточность может возникнуть у организмов под влиянием и других экстремальных факторов. В частности, изменение активности холинэстеразы и тиаминазы, содержания общего тиамина считают специфическим не только для действия альготоксинов, но и фосфорорганических соединений и других нервно-паралитических ядов. Это указывает, что при интоксикации как рыб, так и теплокровных животных различными токсинами преобладают общие (неспецифические) по своему характеру изменения метаболизма.
Значительный интерес представляют биохимические показатели токсикоза. Установлено [146], что к числу биохимических показателей отравления рыб относятся уровни содержания в органах и тканях рыб витамина Bi и активности тиамингидролазы. Хотя эти показатели подвержены изменениям в зависимости от видовой принадлежности рыб, анализируемого органа, гидрохимических условий среды обитания, они дают достаточно четкое представление об уровне токсикоза. В частности, при отравлении рыб в их органах — печени, кишечнике, мышцах — снижается до минимума содержание тиамина и повышается активность тиамингидролазы. Изменение этих показателей, в свою очередь, обусловливает глубокие обменные нарушения [146], и при необратимости последних (при высокой концентрации
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007. e-maikDahutaaweCSrambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007. e-maikDahutaaweCSrambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007. e-maikDahutaaweCSrambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007. e-maikDahutaaweCSrambler.ru
действующего вещества или длительном периоде) происходит гибель животных.
Не менее существенное влияние альготоксины оказывают на теплокровных животных. Наиболее полные сведения по данному вопросу приведены в работах Ю. А. Кириенко, Л. А. Сиренко, Н. И. Кириенко и других [92, 102, 2111. В остром и хроническом экспериментах с белыми крысами доказано [102], что под влиянием одноразового внутрибрюшинного и ежедневного перорального введения токсина (вместе с питьевой водой) в концентрации 0,0005 мг/кг в течение 6 мес снижаются напряженность кислорода в тканях, частота дыхания. В митохондриях печени значительно падает интенсивность дыхания и окислительного фосфорилирования, активность сукцинатдегидрогеназы. Токсин уменьшает активность как самой электроэнцефалограммы, так и отдельных ее характерных ритмов. В этих же условиях падает частота сердечных сокращений, появляются отдельные экстрасистолы.
Отравление теплокровных животных токсином синезеленых водорослей сопровождается снижением напряженности кислорода в тканях в результате ослабления внешнего дыхания, уменьшением частоты и угнетением дыхания и окислительного фосфорилирования в митохондриях печени, снижением активности сукцинат дегидрогеназы в сыворотке крови, интенсивности электроэнцефалограммы и синусовой аритмией. Отмеченные функциональные нарушения следует рассматривать как результат глубокого влияния альготоксинов на обменные процессы. Нарушение дыхания и окислительного фосфорилирования в митохондриях под влиянием токсинов приводит к частичной инактивации ферментов переноса водорода и электронов, цикла Кребса, В результате этого нарушается энергетический баланс клетки, окисление углеводов, аминокислот, жирных кислот, холина, не происходит накопления энергии в виде макроэргических связей в АТФ. Такого рода влияние обязательно нарушает дыхание клеток. Полученные фактические данные свидетельствуют о том, что функциональные изменения жизненно важных органов при отравлении токсином сине- зеленых водорослей связаны с гипоксией, нарушением обменных процессов и сопряженности между дыханием и окислительным фосфорилированием в митохондриях. Под влиянием токсинов других водорослей (например, зеленых, красных и др.) отмечены изменения в картине крови у рыб [146].
Следовательно, под влиянием альготоксинов как у холоднокровных, так и теплокровных животных происходят существенные изменения и нарушения в жизненно важных процессах клетки, что в конечном итоге обусловливает летальный эффект. Естественно, по мере выделения в чистом виде других токсических соединений и изучения их влияния на функционирование клеток, и организмов будут выяснены и другие пути токсического воздействия, поскольку по своей химической природе альготоксины весьма разнообразны. Однако необходимо констатировать четко установленный факт их высокой физиологической активности и полифункционального действия на метаболические процессы живых организмов.
Резюмируя имеющиеся данные, можно прийти к выводу, что по-
падающие в воду токсины водорослей относятся к числу соединений общетоксического действия, прямое и косвенное влияние которых приводит к нарушениям обменных процессов, регулирующих специфическую функциональную деятельность клеток и тканей живых организмов. Попадание токсинов внутрь вместе с питьевой водой или морепродуктами обусловливает возникновение различных заболеваний человека, диких и домашних животных, а в ряде случаев обусловливает и летальный исход. Токсичность водорослей изменяется во времени и пространстве, тесно связана с биологическими особенностями организмов-продуцентов и рядом сопутствующих факторов. В числе последних важную роль играет степень евтрофирования водоема, условия температурного режима, соленость, режим освещенности, а также наличие сопутствующих микроорганизмов и видов-антагонистов.
Несмотря на значительные технические и экономические трудности регулирования роста водорослей в природных водоемах, подверженных интенсивному евтрофированию, присутствие альготоксинов в питьевой воде, а также в водоемах рекреационного и рыбохозяйственного назначения недопустимо. Комплекс профилактических и регулирующих мероприятий, с одной стороны, должен предусматривать особо тщательную защиту водозаборов и мест рекреации от образования скоплений водорослей. С другой стороны, должны быть изменены технологические схемы водоподготовки. Обязательным в этом плане является удаление водорослей до использования хлорирования или озонирования, т. е. приемов, обусловливающих отмирание клеток, усиление их токсичности и попадание в воду соединений высокой биологической активности.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:oahutaqwe®rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:oahutaqwe®rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:oahutaqwe®rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:oahutaqwe®rambler.ru
ГЛАВА 10
БАКТЕРИЦИДНАЯ, ФУНГИЦИДНАЯИ АЛЛЕЛОПАТИЧЕСКАЯ АКТИВНОСТЬМЕТАБОЛИТОВ ВОДОРОСЛЕЙ
БАКТЕРИЦИДНАЯ И ФУНГИЦИДНАЯ АКТИВНОСТЬ
В процессе жизнедеятельности водоросли выделяют в окружающую среду различные биологически активные соединения, зачастую представляющие значительную ценность и большой практический интерес. О количественных показателях этого процесса могут свидетельствовать следующие данные: например, культуры Ankistrodesmus falcatus, Sce- nedesmus quadricauda, Chlorella pyrenoidosa и Crucigenia tetrapedia в среднем выделяют 6 - 10~8 мкг органического углерода на клетку в день, что составляет примерно 3—9 мг/л (или 8—23 мг органического вещества на 1 л) при численности 500 • 106 кл/л [723]. При этом следует отметить, что выделение органического углерода в условиях обильного снабжения СО2 разбавленной суспензии клеток составляло примерно 2 % общего фиксированного углерода [625]. При высокой плотности популяции, в условиях, ограниченного снабжения СО2 и при интенсивности освещения, т. е. факторов, тормозящих фотосинтез, выделение органического углерода возрастает и может достигать 40 % его фиксированного количества. Сравнительная оценка количественных показателей выделения у различных видов водорослей (16 зеленых, 7 диатомовых, 1 синезеленая) свидетельствует [625] о небольших различиях. Однако диатомовые выделяют больше, чем синезеленые, a Chlorella pyrenoidosa при прочих равных условиях обладала наименьшими показателями выделения. В последние годы [197, 705] установлены достаточно высокие показатели выделения органических метаболитов у синезеленых водорослей как доминирующих представителей фитопланктона евтрофных водоемов.
В природных условиях водоросли развиваются в сложных многовидовых ассоциациях макро- и микроорганизмов, которые также выделяют метаболиты различной физиологической активности, поэтому выделить продуцента того или иного вещества очень трудно, а зачастую просто невозможно. Например, только антибиотики из морских микроорганизмов принадлежат к разным классам органических соединений — галогенизированным, ароматическим производным бензола и нафталина, гетероциклам ряда фурана, индола, хинолина, нуклеозидам, углеводам и др. [729]. И все эти, и не только эти соединения могут находиться в микроконцентрациях в одном объеме воды. Задача усложняется и тем, что вода как среда обитания гидробионтов характеризуется универсальной растворяющей способностью, а в силу 202
своей динамичности легко переносит растворенные вещества из одного биотопа в другой. Поэтому в настоящее время описано много фактов проявления бактерицидной, фунгицидной, альгицидной и других видов биологической активности метаболитов водорослей, но химическая природа установлена лишь для единичных соединений.
Учитывая, что при современных масштабах развития экологической химии, водной аллелопатии, биохимии и фармакологии природные биологически активные соединения представляют значительный интерес, мы попытались обобщить имеющуюся информацию по данному вопросу. Считают [62], что между видами, длительно существующими в микрокосмах, положительные взаимодействия встречаются в 10 раз чаще, а отрицательные — в 2 раза реже, чем между случайно выбранными видами. Это объясняют тем, что взаимное ингибирование затрудняет сосуществование видов, даже если последние либо имеют различные ресурсы питания, либо вообще не лимитированы пищей, а са- моингибирование, наоборот, облегчает сосуществование видов даже при совпадающих ресурсах питания. Однако в числе метаболитов водорослей описано немало случаев проявления бактерицидной, фунгицидной, альгицидной, инсектицидной, гербицидной и других видов биологической активности. Не исключено, что причина этого находится не столько в истинной природе метаболитов, сколько именно в искусственности и случайности подбора модельных пар исследуемых видов — антагонистов или синергистов. Тем не менее и в природных условиях мы встречаем очень большое число случаев проявления этого характера взаимоотношений в гидробиоценозе.
Как видно из данных табл. 31, за последние 30 лет антимикробная активность зарегистрирована практически у представителей большинства отделов водорослей, однако природа соединений установлена лишь у отдельных видов зеленых и бурых водорослей. Между водорослями и бактериями существуют очень сложные и многообразные связи, но особенно важное значение имеют их оперативность и высокая эффективность. Так, заметная передача 14С от метаболитов фитопланктона к бактериям обнаруживается уже через 20 мин [558].
Установлено [15], что основным антимикробным веществом хлореллы и сценедесмуса являются гексадекатетраеновая и октадекате- траеновая кислоты (на их долю приходится 3—4 % суммы свободных жирных кислот) и продукты их превращения в среде. Последние получили название вторичных антимикробных соединений в отличие от первичных, обнаруживаемых в биомассе водорослей и фильтратах среды их культур. Уровень антимикробной активности хлореллы и сценедесмуса в целом ниже активности известных продуцентов антибиотиков из числа грибов, актиномицетов, других микроорганизмов, однако биомасса водорослей намного дешевле промышленных продуцентов антибиотиков, что указывает на необходимость их изучения с этой точки зрения.
Антимикробной активностью обладают полиненасыщенные жирные кислоты и из других видов водорослей. Однако только этой группой химических соединений антибиотическая активность метаболитов водорослей не исчерпывается: у зеленых и динофитовых водорослей ее
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.Dahutaawe(%rambler.ru
Водоросли
Тест-культура
Характер действия
Природа веществу
Литературный источник
Зеленые
Ankistrodesmus ап- gustus, Chlorella sp.
Mycobacterium mynetti, M. phlei, M. smeg- matis, Salmonella typhimu- rium, Staphylococcus albus, Bacterium coli
Ингибирует рост и размножение
Не установлена
1213]
Scenedesmus quad- ricauda
Sen at i amarces-
cens (Enterobac- teriaceae)
Подавляет образование пигментов
То же
[319]
S. obliquus
Staphylococcus aureus
Ингибирует рост
» »
[555]
S. obliquus, S. quad- ricauda, Ankistrodesmus arcuatus
Кишечная палочка,палочка
брюшного тифа
Ингибирует рост
Не установлена
[134]
Chlorella ellipsoi- dea
Бактерии
Подавляет развитие
Хлорелл ин
[752]
Ch. vulgaris, Ch. terricola, Ch. ellipsoidea
Кишечная палочка,палочка
брюшного тифа
Слабая бактерицидная активность
Не установлена
[134]
Halimeda opuntia
Streptococcus aureus, Escherichia coli
Максимальный бактерицидный эффект зимой, минимальный — летом
То же
[271]
Enteromorpha linza
Vibrio, Pseudomonas, Flavobacte- rium cytophaga
Подавляет рост Стимулирует рост
Акриловая кислота
[728]
Экстракты из зиг- немовых водорослей
Бактерии, инфузории
Летальное действие, а также са- моингибирова- ние
Не установлена
[641]
Spirogyra, Mouge- otia
Staphylococcus aureus
Бактерицидное действие
Сходно с таннином
[641]
Синезеленые
Trichodesmium erythraeum
Bacillus subtilis, Staphylococcus aureus, Escherichia coli, Pseudomonas sp.
Экстрат ингибирует рост
Не установлена
[683]
Nostoc sp., Scyto- nema sp., Toly- pothrix tenuis
Streptococcus aureus
Либо стимулируют (в большей мере), либо угне-
»»
[259]
Таблица 31. Бактерицидная активность метаболитов водорослей
тают рост
Водоросли
Тест-культура
Характер действия
Природа вещества
Литературный источник
Nostoc muscorum, Е Nostoc sp., Microcystis firma,
бактерии
Ингибируют рост Каротиноиды
[107]
Anabaena varia- bilis
Nostoc paludosum, Эпифитная мик- 18; Anabaena су- рофлора lindrica 20; A. va- riabilis, 188; Nostoc muscorum, 21, 44, 27, 66
Scytonema hofman- Бактерии простей- niшие
Угнетает развитие Не установлена
Ограниченно угне- Цианобактерии тает ростСзгНдзОдС! (ди
арил — замещенный у-или- ден-у-бутирол- лактон и хлорированное ароматическое ядро, мол. вес 430)
[231]
[424,
590]
Nostoc muscorum
Staphylococcus aureus, Saccharo- myces cerevisae
Подавляют рост, Не установлена вызывают мутации у последнего
[494]
Бурые Sargassum natans, S. fluitans
Laurencia obtusa Cystoseira barbata
C. nodicaulis
C. tamariscof lia, а также 17 видов из поряд
VibrioБактерицидныйTo же
эффект
To же»8
Угнетает рост бак- »»
терий, стимулирует рост проростковZea
mays
Бактерии, поселя- Литический эф- »*
ющиеся внутри фект отмирающих клеток поверхностного слоя, а также в клеточных стенках растения
БактерииУгнетает ростФлороглюцин
[345]
[271]
[626]
[660]
[428]
ков
Fucales, Sphacela- riales, Dictyota- les, Laminariales
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-maiI :Dahutaawe^rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-maiI :Dahutaawe^rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-maiI :Dahutaawe^rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-maiI :Dahutaawe^rambler.ru
Водоросли
Тест-культура
Характер действия
Природа вещества
Литературный источник
Flustra foliaceae
Бактерицидный эффект
Алкалоид (бромсодержащий алкалоид дигид- рофлустрамин, аналог флуст- раминов А, В и С, физостигминовых алкалоидов)
[8021
могут проявлять норкаротиноиды, у бурых — флороглюцин, у сине- зеленых и красных — производные терпенов и другие соединения. В числе антибиотических веществ водорослевого происхождения идентифицирована акриловая кислота [298]. Из Cystoseira baccata выделены новые флюротаннины в дополнение к ранее описанным — гептаацетат трифлорэтола В, октаацетат трифугалола А, декаацетат фукодифло- этола D, ундекаацетаты тетрафугаллолов А и С, гептадекаацетат дез- ацетоксигептафугалола, октадекаацетат гептафугалола, пентадекаацетат бисфукодифлорэтола [432].
Имеющиеся фактические материалы свидетельствуют о том, что представители морских планктеров из диатомовых, хризофитовых и криптомонад обнаруживают большую антибактериальную активность, чем зеленые водоросли. Это показано на основании проверки антибактериальной активности клеточных экстрактов 14 видов морских планктеров, принадлежащих к 7 классам, относительно 9 морских и 14 пресноводных видов сапрофитных бактерий, включая потенциально патогенные [386]. Образование веществ с антибактериальной активностью доказано [564] и у эпифитных бактерий, выделенных из лито- рально морских водорослей (зеленых, бурых). Из 224 выделенных с поверхности ^водорослей бактерий 38 образовывали антибиотики с молекулярной массой менее 2000 Д. Бактерии отнесены к группе Pseudomonas — Aeromonas. Выделение веществ антибиотического характера как водорослями, так и бактериями объясняет известные факты бактерицидности морской воды. Интенсивность выделения бактерицидных соединений и их активность зависят не только от вида водорослей, обрастающих их бактерий, но и от фазы роста, характера функциональной активности, контролируемой ферментами [771], условий фосфорного питания, освещенности, температуры, сезона года. Например, по отношению к Staphylococcus aureus виды рода Polly- siphonia проявляют максимальный бактерицидный эффект постоянно в течение всего года, Laminaria digitata, L. saccharina, Chondrus, Lau- rencia, Ulva sp. — только зимой, представители Dictyota, Dilsea, Ascophyllum — летом, a Codium, Halidrys — только весной [480].
Обнаружена у ряда водорослей и фунгицидная активность. Ее проявляли Laurencia obtusa, Wrangelia argeus, Caulerpa racemosa, Lyngbya majuscula по отношению к Aspergillus niger, Penicillium sp., Mucor racemosus, Rhizopus oryzae, Candida albicans, Cryptococcus neoformans. Однако химическая природа действующего агента не установлена. Сильный фунгицидный эффект обнаружен у Cystoseira fimbriata, Scytosiphon lomentaria, Halopteris scoparea по отношению к Aspergillus niger, A. glaucus, Penicillium glaucum, P. olivaceum [532]. Более слабый фунгицидный эффект проявляли Cladophora pel- lucida, Caulerpa prolifera, Pterocladia capillaceae, причем во всех экстрактах с фунгицидной активностью присутствовали углеводы и аминокислоты. Фунгицидная активность свойственна и многим метаболитам морских водорослей [60], о чем уже ранее упоминалось.
Относительно физиологического значения бактерицидов и фунгицидов в клетках самих водорослей известно мало. В этом, по-видимому,. водоросли мало отличаются от других организмов — продуцентов антибиотиков. Считают [336], что у антибиотиков в клетках отсутствуют специфические функции, поэтому имеет значение сам процесс образования этих соединений, обеспечивающий метаболическую активность уже не растущей культуры, равновесие со средой в условиях прекращения нормального метаболизма. Относительно образования антибиотиков существуют две точки зрения. Первая рассматривает их как результат нарушения механизмов регуляции метаболизма и перепроизводства некоторых основных метаболитов, в результате ферментной , трансформации которых и возникают разнообразные биологически активные соединения. Примером такого антибиотика может быть Р-ди- кетон, выделяемый Prorocentrum minima. Внутри клеток он не обнаружен, так же, как не обнаружены каротиноиды, способные к его образованию в результате прямого фотоокисления [771].
Вторая точка зрения на биосинтез антибиотиков рассматривает их как выражение «свободной игры». Считают [336], что на «краю» образовавшегося в процессе эволюции стабильно осуществляющегося метаболизма существует определенная область метаболизма, неподверженная жесткой элиминации невыгодных для клеток метаболитов и «обеспечивающая свободную игру» эволюции. При этом происходит образование метаболитов, не выполняющих никаких функций на данном этапе эволюции. Если метаболит окажется выгодным для клетки, он будет закодирован в генотипе. Предполагается [336], что антибиотики являются частью таких «свободных» метаболитов. Поэтому предложено заменить термин «вторичные метаболиты» в отношении антибиотиков на «специфические» метаболиты, или «идиолиты». Получит ли новая терминология признание, покажет будущее. Однако ясно одно, что у водорослей, как и у бактерий, устойчивость клеток к антибиотикам, возникающая в результате потенциальной генетической подвижности популяции, может быть одним из процессов, определяющих не только их эволюцию, но и мутагенез сопутствующей микрофлоры.
Метаболиты водорослей играют важную роль во взаимоотношениях их с бактериями, хотя некоторые авторы считают [141], что здесь
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail DahutauweiSJrambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail DahutauweiSJrambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail DahutauweiSJrambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail DahutauweiSJrambler.ru
имеют место разные причины гибели бактерий: действие высоких pH, пищевая конкуренция, повышение окислительно-восстановительного потенциала до величины, критической для большинства бактерий. Однако установлены и факты индукции синтеза бактериальных белков под влиянием метаболитов водорослей Chlamydomonas reinhardtii и возникновения мутагенов [494, 723]. Установлено, что метаболиты, например полиолы хлореллы, изменяют синтез антимикробных свойств у актиномицетов [39].
Несомненно и то обстоятельство, что расшифровка механизмов образования этих соединений, их химической природы и трансформации в водной среде представляет значительный интерес не только для процессов самоочищения водоемов от патогенной микро- и микофлоры, но и для получения новых природных антимикробных и антигрибных препаратов по линии управляемого биосинтеза с использованием водорослей.
АЛЛЕЛОПАТИЧЕСКАЯ АКТИВНОСТЬМЕТАБОЛИТОВ ВОДОРОСЛЕЙ
Вопросы водной аллелопатии по праву относятся к числу наиболее интересных, сложных и, к сожалению, малоисследованных проблем современной гидробиологии. Еще в 1947 г. Е. Лукас, а несколько позже Э. Райс [1911 пришли к заключению, что колебания численности фитопланктона, или сукцессия видов во времени, во многом определяются аллелопатическим взаимодействием. Роль последних, на наш взгляд, значительно усиливается, в евтрофных водоемах, где ослабевает лимитирующее влияние ряда биогенных элементов. Как видно из табл. 32, отмечено влияние метаболитов водорослей на рост, размножение, образование пигментов, фотосинтез и иные проявления функциональной активности не только других видов водорослей, но и организмов-продуцентов. Метаболитный уровень взаимовлияния зарегистрирован практически у представителей большинства отделов водорослей, причем метаболиты одних организмов могут усиливать или ослаблять действие других. Например, антибиотическая активность метаболитов Asterionella micans снимается выделениями Prorocentrum minimum [283].
Саморегуляция роста на основании метаболитного фактора обнаружена у многих видов водорослей как в условиях их массового периодического и непрерывного культивирования [62], так и в природе. Например, саморегуляция четко выявлена у зеленых водорослей Chlorella vulgaris, Volvulina pringsheimii [721], Platydorina caudata, Scenedesmus acutus, Oedogonium sp., диатомовых — Sceletonema co- statum, Thalassionema nitzschioides, Nitzschia palea, N. frustulum, синезеленых — Microcystis aeruginosa, Anabaena variabilis, Cylindro- spermum licheniforme, Phormidium uncinatum, Oscillatoria splendida, O. agardhii и др. [205, 779].
Характер саморегулирующего влияния метаболитов зависит от фазы роста: на логарифмической фазе метаболиты обычно стимулируют деление клеток, на стационарной — его тормозят. Химическая
природа действующих метаболитов, прижизненно продуцируемых водорослями в сред^, в большинстве случаев не выяснена . Однако ясно одно, что это влияние проявляют самые разнообразные соединения: в одних случаях метаболиты представлены термолабильными органическими соединениями с молекулярной массой от 1000 до 12 000 Д, размером частиц от 10 до 50 А, в других — термолабильными высокомолекулярными соединениями, устойчивыми к замораживанию и бактериальному фактору; в третьих — хлорированными ароматическими соединениями типа цианобактерина [590, 687] либо фитогормонами типа ИУК 1223].
Аллелопатическая активность влияния метаболитов зависит не только от их химической природы, но и от биологических особенностей видов продуцентов и реципиентов, численности их клеток, физиологического состояния, наличия метаболитов других организмов, а также факторов среды — освещенности, температуры, pH, Eh, обеспеченности биогенными элементами.
Анализ имеющихся фактических данных свидетельствует о том, что аллелопатические взаимоотношения играют важную роль в формировании альгоценозов, в возникновении сукцессий и смене доминирующих видов [197, 205, 580], в формировании «цветения» воды, особенно в евтрофных водоемах, в подавлении адгезии зооспор водорослей при оседании их на субстратах [56]. Последовательность «цветения» водорослей и состава доминирующих видов также обусловлены тормозящим действием биологически активных веществ, выделяемых водорослями [7781. Синезеленые водоросли — возбудители «цветения» воды — за счет биологически активных метаболитов подавляют развитие видов других систематических групп [197, 205]. Ингибиторы роста образуются Microcystis aeruginosa и Aphanizomenon flos-aquae в процессе их активной жизнедеятельности и размножения [205]. Об этом свидетельствует наличие четкой корреляции между физиологическим состоянием клеток, их численностью, сезоном года и концентрацией в среде ингибиторов роста [197]. В условиях водоема ингибиторы роста продуцируются водорослями в период логарифмической фазы их роста, когда идет захват ареала. Спонтанное исчезновение доминирующего при «цветении» вида синезеленых водорослей обусловливается его неспособностью противостоять подавляющему влиянию собственных метаболитов [778].
По мнению ряда авторов 1526], аллелопатические взаимоотношения выдвигаются как главная причина прогрессирующего развития сине- зеленых водорослей в пресноводных водоемах. Органические вещества среды определяют и характер конкуренции водорослей, что доказано
ниэ^шел^уамуетцвацвш-а YOOZ’^r» ’мод Einqvd Aq рэплГу ^ pauusas
210210Водоросли-продуцентыВодоросли-реципиентыХарактер действияПрирода веществаЛитературный источникЗеленыеAnkistrodesmus braunii, Scenedesmus quadricaudaChlamydomonas sp.Фильтраты 1—4-недельных культур стимулируют темп развитияНе установлена[173]Chlamydomonas reinhardtii, Scenedesmus quadricaudaHeamatococcus pluvialisУгнетает ростТо же[672]S. obliquus, S. quadricaudaФитопланктонИнгибирует ростСценедесмин: белки, ароматические и другие аминокислоты, молекулярная масса более 100 000[323]S. quadricaudaNitzschia paleaУгнетает ростНе установлена[507]Chlamydomonas globosa, Chlorococcum ellipsoideumChlorococcum ellipsoideumЛетучая фракция стимулировала рост, липидная — несколько замедляла, хотя уровень биомассы не уменьшался; пигментированная желтая водорастворимая фракция не влияла на рост; фракция высокомолекулярных соединений (S 30 000 в первые 8 дней несколько стимулировала, а затем подавляла рост)»»[554]Chlamydomonas reinhardtii, Hydrodictyon reticulatum, Chaetomorpha okamuraiCh lore! la sp.Подавляет рост при концентрации препарата100 %, при 25 % — стимулируетТип хлореллина[752]Водоросли-продуцентыВодоросли-реципиентыХарактер действияПрирода веществаЛитературный источникЗеленыеAnkistrodesmus braunii, Scenedesmus quadricaudaChlamydomonas sp.Фильтраты 1—4-недельных культур стимулируют темп развитияНе установлена[173]Chlamydomonas reinhardtii, Scenedesmus quadricaudaHeamatococcus pluvialisУгнетает ростТо же[672]S. obliquus, S. quadricaudaФитопланктонИнгибирует ростСценедесмин: белки, ароматические и другие аминокислоты, молекулярная масса более 100 000[323]S. quadricaudaNitzschia paleaУгнетает ростНе установлена[507]Chlamydomonas globosa, Chlorococcum ellipsoideumChlorococcum ellipsoideumЛетучая фракция стимулировала рост, липидная — несколько замедляла, хотя уровень биомассы не уменьшался; пигментированная желтая водорастворимая фракция не влияла на рост; фракция высокомолекулярных соединений (S 30 000 в первые 8 дней несколько стимулировала, а затем подавляла рост)»»[554]Chlamydomonas reinhardtii, Hydrodictyon reticulatum, Chaetomorpha okamuraiCh lore! la sp.Подавляет рост при концентрации препарата100 %, при 25 % — стимулируетТип хлореллина[752]Таблица 32. Аллелопатические взаимодействия водорослейТаблица 32. Аллелопатические взаимодействия водорослей
210
210
Водоросли-продуценты
Водоросли-реципиенты
Характер действия
Природа вещества
Литературный источник
Зеленые
Ankistrodesmus braunii, Scenedesmus quadricauda
Chlamydomonas sp.
Фильтраты 1—4-недельных культур стимулируют темп развития
Не установлена
[173]
Chlamydomonas reinhardtii, Scenedesmus quadricauda
Heamatococcus pluvialis
Угнетает рост
То же
[672]
S. obliquus, S. quadricauda
Фитопланктон
Ингибирует рост
Сценедесмин: белки, ароматические и другие аминокислоты, молекулярная масса более 100 000
[323]
S. quadricauda
Nitzschia palea
Угнетает рост
Не установлена
[507]
Chlamydomonas globosa, Chlorococcum ellipsoideum
Chlorococcum ellipsoideum
Летучая фракция стимулировала рост, липидная — несколько замедляла, хотя уровень биомассы не уменьшался; пигментированная желтая водорастворимая фракция не влияла на рост; фракция высокомолекулярных соединений (S 30 000 в первые 8 дней несколько стимулировала, а затем подавляла рост)
»»
[554]
Chlamydomonas reinhardtii, Hydrodictyon reticulatum, Chaetomorpha okamurai
Ch lore! la sp.
Подавляет рост при концентрации препарата
100 %, при 25 % — стимулирует
Тип хлореллина
[752]
Водоросли-продуценты
Водоросли-реципиенты
Характер действия
Природа вещества
Литературный источник
Зеленые
Ankistrodesmus braunii, Scenedesmus quadricauda
Chlamydomonas sp.
Фильтраты 1—4-недельных культур стимулируют темп развития
Не установлена
[173]
Chlamydomonas reinhardtii, Scenedesmus quadricauda
Heamatococcus pluvialis
Угнетает рост
То же
[672]
S. obliquus, S. quadricauda
Фитопланктон
Ингибирует рост
Сценедесмин: белки, ароматические и другие аминокислоты, молекулярная масса более 100 000
[323]
S. quadricauda
Nitzschia palea
Угнетает рост
Не установлена
[507]
Chlamydomonas globosa, Chlorococcum ellipsoideum
Chlorococcum ellipsoideum
Летучая фракция стимулировала рост, липидная — несколько замедляла, хотя уровень биомассы не уменьшался; пигментированная желтая водорастворимая фракция не влияла на рост; фракция высокомолекулярных соединений (S 30 000 в первые 8 дней несколько стимулировала, а затем подавляла рост)
»»
[554]
Chlamydomonas reinhardtii, Hydrodictyon reticulatum, Chaetomorpha okamurai
Ch lore! la sp.
Подавляет рост при концентрации препарата
100 %, при 25 % — стимулирует
Тип хлореллина
[752]
Таблица 32. Аллелопатические взаимодействия водорослей
Таблица 32. Аллелопатические взаимодействия водорослей
Chlorella sp.
Anabaena sp.
Угнетает рост при концентрации хлореллы 0,05— 5 - 10“5 кл/мл и низкой численности анабены
Не установлена
[783]
Chlorella vulgaris, Scenedesmus obliquus
Scenedesmus obliquus, Chlorella vulgaris
Замедляют рост
То же
[226]
Chlorella vulgaris, Scenedesmus obliquus
При совместном выращивании ингибируют рост друг друга. Хлорелла сильнее на стационарной фазе, чем молодая культура
» »
[45]
Chlorococcum ellipsoideum
Chlamydomonas globosa
Ингибировал развитие, действие зависело от pH
» »
[553]
Pandorina morum
Volvox tertius
Volvulina pringsheimii
Подавляет рост
» »
[461]
P. morum
Volvox globator
Volvulina pringsheimii, Eudorina californica
Культуральная среда 14— 21-дневных культур, разведенная 1 : 1 через I ч снижает выделение кислорода на 65 %, через 4 ч — на 88 %
Пандоридин
[610]
Dunaliella salina
Dunaliella euchlora
Фильтрат ингибирует темп размножения клеток, гомогенат — также
Не установлена
[37]
Enteromorpha linza
Enteromorpha sp.
Стимулирует рост
То же
[306]
[134]
Raphidonema sempervirens
Chlorella ellipsoidea
Подавляет рост
Rhizoclonium sp.
Chlorella sp.
Отрицательное влияние на рост и размножение
■» »
[59]
Синезеленые
Microcystis aeruginosa
Ch. vulgaris
Усиливает рост
D-диоксифенилаланин
1481]
П родолженае табл. 32.
Aphanizomenon flos-aquae
Фитопланктон прудов
Подавляет развитие зеленых, диатомовых и других синезеленых
Не установлена
131J
Oscillatoria rubescens
0. agardhii, Anabaena circinalis
Diatoma vulgara,
Asterionella formosa, Navicula
Фильтраты подавляют рост диатомовых не только природных популяций, но и альгологически и бактериально чистых культур
Стероид[473, 526]
0. rubescens
Diatoma elongatum, Fragi- laria crotonensis, 0. bour- rellyi, Anabaena sp.
Ингибирует рост
Не установлена
[510]
Pediastrum duplex, Dictyos- phaerium pulchellum, Sta- urastrum sp.
Не влияет на рост и другие показатели
То же
[510]
Anacystis nidulans
Synechocystis aquatilis
Угнетает рост, метаболиты реципиента используются при дефиците биогенных элементов в среде
Не установлена
[238]
Синезеленые
Диатомовые
Угнетают рост
То же
526]
Nostoc muscorum
Cosmarium lundellii
Ингибирует рост и вызывает летальный эффект
» »
494]
Aphanizomenon gracile, Oscillatoria planctonica
Фитопланктон
Ингибирует рост
»»
[795]
Cylindrospermum licheniforme
Ct Hcheniforme
Культуральная жидкость от старой активно спорули- рующей культуры индуцирует образование спор и интактных нитей
» »|
[779]
Водоросли-продуценты
Водоросли- реципиенты
Характер действия
Природа вещества
Литературный источник
Scytonema hofmanni
Синезеленые и зеленые
Ингибирует рост, уменьшает содержание хлорофилла, подавляет фотосинтез, разрушает мембраны тилакоидов.
Цианобактерии С23Н3зО6С1
[590]
Microcystis, Anabaena
Диатомовые Nitzschia frustulum
Nt palea
Sceletonema costa turn
Эвгленовые
Euglena sp., Cryptomonas ovata
Бурые
Cystoseira sp.
Phyllophora sp.
Fucus vesiculosus
Золотистые
Phalocystis poucheti
Динофитовые
Amphidinium carteri
Chlorella
Pseudomonas H (1) 4;
Spirilla
Синезеленые
Морские водоросли
Морские водоросли
Бактерии
Staphylococcus (3 вида)
Подавляют рост
Самоингибирование роста
Самозамедление роста, усиление жирообразования и сокращение пластид
Стимулирует рост Ингибирует рост
Не установлена[78-3]
Высокомолекулярный аутотоксин
То же
Не установлена
[687]
[342]
[526, 723]
Подавляют ростНе установлена[778]
Экстракты холодной водой То же подавляют рост, горячей — незначительно стимулируют
В концентрации 25 мкг/мл» »
желтые вещества резко подавляют рост
Подавляет poci
Ингибирует рост
Акриловая кислота
Не установлена
[83]
[191]
[298]
[771]
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.DahutaaweiSjrambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.DahutaaweiSjrambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.DahutaaweiSjrambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.DahutaaweiSjrambler.ru
на примере Euglena spirogyra Ehr. и Ellipsoidion sp. [236]. Конкурентоспособность организмов при росте смешанных популяций, что практически имеет место в каждом водоеме, в свою очередь оказывает влияние на их чувствительность к физическим факторам и выживаемость. Убедительные доказательства этому получены и на ряде морских водорослей Ectocarpus siliculosus, Erythrothia carnea, Ulothrix flacca [723]. В смешанном сообществе виды теряли свою способность к конкуренции и даже исчезали при условиях, в которых был возможен рост в монокультуре. Следовательно, конкуренция обострила чувствительность видов к физическим условиям среды, что и определило их выживаемость.
Отсутствие видимого эффекта аллелопатии в морях объясняют большим разбавлением метаболитов. Не отрицая этого, отметим, что в море аллелопатический эффект имеет более специфический характер и регистрируется для определенного набора органических соединений, значительно более узкого, чем в пресных водах, но физиологически более активного. Это объясняется наличием в морской воде высокого фона галогенов и включения последних в синтез биологически активных соединений. Подтверждение сказанному находим в том, что примерно у 1200 морских организмов обнаружена четкая корреляция между их способностью к синтезу галоидзамещенных соединений и антимикробной активностью [454]. Ряд морских организмов обладает ферментами типа хлор пероксидазы, способными окислять хлориды, бромиды и иодиды, а также использовать для их галогенирования различные органические соединения. Поэтому, на наш взгляд, в морских экосистемах именно галоидзамещенные соединения играют важную роль в формировании морских гидробиоценозов и аллелопатических взаимоотношений водных растений и животных.
В целом нет сомнения в том, что как в пресных, так и морских экосистемах продуцируемые водорослями метаболиты и продукты постлетального разрушения их клеток играют важную роль в формировании бактерио-, мико-, альго-, фито- и зооценозов. Физиологическая эффективность водорослевых метаболитов определяется их химической природой, способностью водорослей к органотрофии, а экзогенных метаболитов — к окислительно-восстановительным превращениям и участию в свободнорадикальных процессах, мембранотропным' эффектом, ферментингибирующей и ферментстимулирующей активностью, образованием металлорганических комплексов. Например, основную поль в активности цианобактерина играет гидроксильная группа на лактоновом кольце, связывающем антибиотик с белками, т. е. важный компонент свободнорадикальных процессов.
С увеличением биомассы водорослей усиливается и влияние накапливающихся в воде метаболитов на рост, размножение и фотосинтетическую активность не только видов-продуцентов, но и постоянно сопутствующих в ценозе или введенных в сообщество в результате тех или иных факторов. Вместе с тем следует отметить, что вычленение эффективности метаболитного фактора в естественных условиях очень затруднено, ибо одновременно в водоеме действуют и другие очень сильные регулирующие факторы. Это физические и трофиче-
ский факторы (последний особенно эффективен в олиго- и мезотрофных водоемах), а также требовательность водорослей к тем или иным биогенным элементам — азоту, фосфору, кремнию, железу и др. В ев- трофных водоемах действуют физический (в частности, затенение) и гидродинамический (турбулентность) факторы [723]. Поэтому ответная реакция как отдельных водорослей, так и альгоценоза в целом на метаболитный уровень регуляции в значительной мере будет зависеть от обеспеченности клеток биогенными элементами , углеродом, от температуры, освещенности, pH и Eh среды, а также турбулизации водных масс и фактора разбавления.
При усилении роста водорослей в евтрофных водоемах, где фактор обеспечения биогенными элементами и углеродом ослабляет свое регулирующее влияние, воздействие метаболитного фактора как в формировании гидробиоценозов, так и качества природных вод значительно усиливается. Отдельного внимания, на наш взгляд, заслуживает способность водорослей к высвобождению из клеток в качестве метаболитов органоэлементных (металлорганические комплексы) соединений, что имеет важное значение в связи с накоплением в водоемах металлов и радионуклидов. Морской фитопланктон как в аксенически чистых (Platymonas sp), так и альгологически чистых культурах (Cri- cosphera carteri, Sceletonema costatum, Gonyaulax polyedra) [723] оказался способным к активному поглощению и регулированию уровня в клетках As и к высвобождению в среду значительного количества метиларсената и диметиларсената, восстанавливающих арсенат в арсенит. Учитывая эти данные, есть основания для заключения, что водоросли и их высокомолекулярные метаболиты должны выполнять важную функцию в самоочищении водоемов от тяжелых металлов и радионуклидов. Это связано в первую очередь с их способностью образовывать органоэлементные комплексы, которые способствуют переводу металлов из растворенной формы в закомплексованную, биологически менее активную и легче седиментируемую. Процесс зависит не только от концентрации элемента в среде, но и от поглощения его клетками, сорбции на их наружных мембранах, фотосинтетической коррекции pH среды, окислительно-восстановительной и комплексующей способности метаболитов. Поведение водорослей в моно- и смешанных сообществах по функциональной активности будет значительно различаться, причем определяющее влияние окажут мембранотропные характеристики аллелопатических воздействий.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.Dahutaawe®rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.Dahutaawe®rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.Dahutaawe®rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.Dahutaawe®rambler.ru
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
В составе метаболитов, образуемых бактериально и альгологи- чески чистыми культурами, а также обнаруживаемых в природной воде в период ее «цветения» в результате массового размножения тех или иных видов водорослей, согласно нашим и литературным данным, идентифицированы [197, 205, 211, 243, 7051: простые и терпеновые спирты (бутиловый, этиловый, изоамиловый, пентанол-1, октанол-1, окт-1-ен-З-ол, гераниол, нерол, цитронеллол, линалоол, Р-фенилэти- ловый спирт); терпеновые эфиры (геранилацетат, цитронеллилацетат, цитронеллилформиат, линалилацетат); терпеновые^ простейшие альдегиды (цитронеллаль, формальдегид, изовалериановый альдегид), кетоны (октанон-3, ацетон); норкаротиноиды (мезитил-трянс-геранил- ацетон, Р-циклоцитраль, Р-ионон); углеводороды (1,3-октадиен, окта- триен, 6(бут-2-енилиден)-1,5,5-триметил-циклогекс- 1-ен, 1,2-дигидро- 1,1,6-триметилнафталин, ундекан, нонадекан и др.); серусодержащие соединения (диметилсульфид, меркаптаны и др.); токсины различной химической природы; амины (метиламин, 1-пропиламин, 2-пропил- амин, триметиламин, этаноламин, бутаноламин); сахара и полисахариды (глюкоза, галактоза, мальтоза, мальтотриоза, мальтотетроза, глицерин, изофлоридозид); органические кислоты (гликолевая, лимонная, изолимонная, фумаровая, глиоксалевая, а-кетоглютаровая, молочная, яблочная, винная, 5-пирролидин-2-карбоновая кислота, янтарная, щавелевая, пировиноградная, валериановая, капроновая, пеларгоновая, муравьиная, уксусная, масляная, пропионовая); аминокислоты (валин, аланин, тирозин, глютаминовая и аспарагиновая кислоты, серин, глутамин и др.); липиды и их производные. В числе метаболитов водорослей обнаружены и поверхностно-активные соединения (они найдены в экспоненциальной фазе роста у 6 представителей морского фитопланктона из семейств Bacillariophyceae, Haeptophy- ceae, Chlorophyceae, Cryptophyceae) [723L
Количество поступивших в воду соединений и их качественный состав различны у разных водорослей и зависят от физиологического состояния организмов, стадии роста, условий выращивания (pH, температуры, освещенности, обеспеченности углеродом и биогенными элементами и др.). Объем экзогенных метаболитов составляет достаточно существенную долю первично создаваемого водорослями органического вещества: от 6—13 % у отдельных нитчатых синезеленых водорослей до 40—60 % у диатомовых, динофитовых, большинства синезеленых 1197]. Содержание внеклеточных веществ водорослей увеличивается
в лаг-фазе, затем несколько понижается, а в логарифмической фазе вновь повышается, причем в начальный период накапливаются низкомолекулярные вещества, а позже — преимущественно высокомолекулярные углеводы и белки [171]. Объемы выделений повышаются при размножении водорослей, присутствии в воде видов-антагонистов или их метаболитов, под влиянием стрессовых воздействий на клетку, ее повреждения или разрушения в системах водоподготовки и на гидротехнических сооружениях.
Биологическая целесообразность прижизненных выделений метаболитов и его механизмы не выяснены. Одной из причин их поступления в среду считают изменение объемов клетки в результате перепадов давления или диффузии веществ через мембраны [184, 723] с целью удаления ассимилятов и поддержания необходимого уровня фотосинтетической активности. Целесообразность выделения связывают с необходимостью создания запаса питательных веществ в воде для обеспечения начальных этапов развития спор, роста дочерних клеток и поддержания популяции в целом. Не менее важное значение придают ростстимулирующей функции метаболитов, необходимости межклеточного и межорганизменного обмена, передачи информации [55, 242] от клетки к клетке. Отмечают также адаптационное приспособление метаболитов [50], их значение в захвате ареала и в подавлении видов- антагонистов [205], в поддержании функционирования организмов- симбионтов.
Весьма значительные величины составляет и постлетальное поступление в воду органических веществ клеток. Найдено [511, 705], что даже в условиях анаэробного разложения в воду переходит 40— 80 % органического вещества клеток, а «стойкая органическая фракция» составляет 20—60 % сухого вещества. При аэробных условиях процессы разложения интенсифицируются и объемы попадающего в воду органического вещества значительно увеличиваются. В постлетальном разрушении клеток важную роль играет бактериальный фактор. Однако не менее существенное обогащение воды органическими веществами происходит при автолизе и взрывообразном разрушении клеток, зарегистрированном, например, у синезеленых водорослей [112]. При отмирании клеток даже в стерильных условиях [7051 уже через несколько дней в воду выделяется 70—80 % соединений фосфора, 20—30 % соединений азота, переходят в воду белки, углеводы, липиды и другие внутриклеточные биополимеры, причем этот процесс интенсивно происходит уже в первые 2 ч.
Попавшие в воду соединения не только взаимодействуют друг с другом, но и подвергаются фотохимической и биологической трансформации, в процессе которой могут появляться соединения еще более физиологически активные. Из белков образуются аминокислоты и различные реакционноспособные и ароматические вещества — индолы, скатолы, амины (например, путресцин образуется из орнитина, кадаверин — из лизина, тирамин — из тирозина, триптамин — из триптофана, индола, скатола; ₽-фенилэтиламин из фенилаланина, 1,3-диа- изопропан — из полиаминов). В результате этих превращений в средах, на которых развивались водоросли, и в водопроводной воде в период
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail .nahutaawe(S)rambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail .nahutaawe(S)rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail .nahutaawe(S)rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail .nahutaawe(S)rambler ru
«цветения» обычных для водоемов представителей родов Nitzschia, Microcystis, Ankistrodesmus, Scenedesmus, Ochromonas, Chlamydomo- nas найдены метиламин, путресцин, норспермидин, триметиламин- н-пропиламин, изопропиламин, этаноламин, бутаноламин, диметил, амин и других, в общей сложности около 10—20 аминов, т. е. большой набор органических соединений, высокоактивных для растений и животных. Особого внимания заслуживает вопрос не только наличия этих веществ, но и их превращения: амины, особенно при увеличении в среде нитритов и низком pH, способствуют образованию канцерогенных нитрозоаминов.
Особенно интенсифицируются процессы обогащения воды растворенными веществами и их превращения в период «цветения» водорослей. В частности, уже в первые часы анаэробного разрушения триптофана, которое происходит как в водоемах, так и в системах водоподготовки, образуется до 3 мг/л индола, около 2 мг/л скатола [705]. В связи с этим в элюатах фильтрационных материалов первичного и основного фильтров обнаружено 50—80 нг/л скатола; 70 нг/л скатола найдено в воде в период «цветения» Hydrodictyon reticulatum в оз. Хан- генсен (ФРГ) [511, 705].
Трансформируются в воде липиды и их производные. Например, в водопроводной воде обнаружено до 10 жирных кислот [511, 705], из которых образуются масляная кислота, пропионовая кислота и другие соединения, обладающие как ароматичностью, так и высокой биологической активностью. Найдены в воде и другие ароматические вещества — производные нор каротиноидов ф-ионон, геранилацетон, метилгераниат, диметилсульфид, меркаптан) [197, 511]. Количество серусодержащих соединений особенно заметно повышается при «цветении» воды. В водоемах европейского и американского континентов зарегистрированы и аллергены водорослевого происхождения, которые проявляют свое влияние не только при питьевом использовании воды, но и при купании в ней [720, 764].
Химический состав и реактивность имеющихся в воде соединений изменяются при хлорировании. Образующиеся при этом хлороргани- ческие соединения обладают повышенной биологической активностью по отношению к теплокровным животным, в том числе канцерогенной и аллергенной.
Удаление метаболитов водорослей при подготовке питьевой воды осуществляется достаточно сложно: стандартные коагулянты на базе алюминия и железа при концентрации 50—500 мг/л, pH 4,7, 8,5 и времени воздействия 30—120 мин нс удаляют метаболиты водорослей [705]. Калий марганцевокислый в концентрации 5— 100 мг/л при pH 4,7, 10 и времени воздействия 30—60 мин удаляет лишь 20—30 % метаболитов [705]. Хлорирование при концентрации 3—30 мг/л, pH 4, 7,8,5 и времени контакта с хлором 10—120 мин удаляет лишь 60 % метаболитов. Активированный уголь при концентрации 10—30 мг/л, pH 4, 7, 10 и времени контакта 10—60 мин удаляет от 30 до 100 % метаболитов водорослей. Удаляются из воды метаболиты водорослей при озонировании (концентрация озона 5 мг/л, время контакта 1—3 мин). Из воды различные хими-
ческие соединения удаляются по-разному: например, линолевая кислота не элиминируется вообще, другие жирные кислоты удаляются на 30—50 %. Поэтому при очистке воды с большим и разнообразным составом РОВ приходится применять комплекс технологических приемов, что значительно удорожает водоподготовку.
Наряду с совершенствованием технологий водоподготовки, необходим комплекс профилактических и оздоравливающих водоем мероприятий, способствующих ослаблению евтрофирования, снижению «цветения» воды до оптимальных пределов.
Комплекс профилактических мероприятий [207, 211] включает защиту водоемов от попадания в них сточных вод, содержащих большое количество азота, фосфора и других биогенных элементов и органических соединений, усиливающих рост водорослей. Основу его создают мероприятия, проводимые на водосборной площади и связанные с применением эффективных технологий водопотребления и очистки сбрасываемых сточных вод, созданием водоохранных полос вдоль водоемов из лесокустарниковой и травянисто-луговой растительности, использованием новых агротехнических приемов применения удобрений.
Большое значение в улучшении качества природных вод и снижении негативных последствий биологического загрязнения играет комплекс санитарно-технических мероприятий для высокоевтрофных и гиперевтрофных водоемов — удаление иловых отложений из мест их концентрирования, скоплений водорослей в период летнего «цветения», интенсификация минерализации органических соединений за счет аэрации воды [207].
Необходим комплекс мероприятий и на водозаборах, станциях водоподготовки, в местах интенсивного использования водоемов для целей рекреации. Заслуживают внимания создание подвижных оголовков водозаборов, изменяющих место расположения и глубину забора воды для снижения концентрации водорослей; применение противопланктонной и водовоздушной защиты, фильтрующих дамб; использование непосредственно в водоемах коагулянтов и флоккулянтов, специально оборудованных санитарных судов для удаления поверхностных и донных загрязнений. Важное значение имеет усовершенствование технологии водоподготовки за счет микрофильтров для отделения водорослей от воды, а также осуществление хлорирования и озонирования воды только после удаления из нее водорослей.
Следовательно, усиление роста водорослей в евтрофных водоемах необходимо отнести к числу факторов, оказывающих существенное влияние не только на функционирование гидробиоценозов, но и на формирование качества природных вод. Устранение негативных последствий биологического загрязнения водоемов — процесс достаточно сложный и может быть успешно реализован только при использовании комплекса мероприятий, осуществляемых как на площади водосбора, непосредственно в водоемах, так и на станциях водоподготовки.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
Абакумова И. А., Фофанов В. И. Сравнительная характеристика биологической ценности одноклеточных организмов — предполагаемых компонентов закрытых экологических систем // VII Всесоюз. рабоч. совещ. по вопросам круговорота веществ в замкнутой системе на основе жизнедеятельности низших организмов: Тез. докл.— Киев : Наук, думка, 1972.— С. 3—5.
Аверьянов А. А. Генерация супероксидных анион-радикалов и перекиси водорода при автоокислении кофейной кислоты//Биохимия.— 1981.-— 46, № 2,— С. 256—261.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutauwe(7z)rambler.Ri
Авилов И. А. Использование различных источников углерода водорослями рода Chlorella в темноте//Вести. Ленингр. ун-та.— 1963.— 15, №2.— С. 68— 71.
Агатова А. И., Вартанян Л. С., Гоникберг Э. М., Эмануэль Н. М. Действие полифенолов на ферменты И Фенольные соединения и их биологические функции.— М. : Наука, 1968.— С. 146—154.
Акулова Е. А. Флавоноиды — эндогенные регуляторы энергетического обмена хлоропластов И Регуляция энергетического обмена хлоропластов и митохондрий эндогенными фенольными ингибиторами.— Пущино-на-Оке, 1977.— С. 100—125.
А кулова Е. А., Миронова Г. Д., Мухин Е. Н. и др. Флавоноиды и энергетика изолированных хлоропластов и митохондрий И Докл. АН СССР.— 1972.— 206, № 4.—С. 988—991.
ун-та.— 1963.— 15, № 2.—С. 68—71.
Алфимов Н. Н. Материалы к биохимии'некоторых макрофитов Черного моря И Ботан. журн.— 1963.— 48, № 1.—С. 132—135.
Алфимов Н. Н., Прошкина-Лавренко А. И. К биологии и биохимии Cladophora siwaschensis//Докл. АН СССР.— 1961.— 136, № 1.— С. 230—252.
Алфимов Н. Н., Прошкина-Лавренко А. И. К биологии и биохимии массовых морских диатомей Coscinodiscus jonesianus (Grev.) Ostf. и Rhizosolenia calcar — avis M. Schultze из Азовского и Каспийского морей И Ботан. журн.— 1966.— 51 №9,— С. 1276—1283.
Альбицкая О. Н., Воронкова С. С,, Хвостенко Т. И. Синтез витаминов культурой спирулины//VII Всесоюз. рабоч. совещ. по вопросам круговорота веществ в замкнутой системе на основе жизнедеятельности низших организмов : Тез. докл.— Киев : Наук, думка, 1972.— С. 148—149.
Андриок К. /., Коптева Ж. П., Смирнова М. М. та 1н. До питания про токсино- ^^у6™^ У синьозелених водоростей // Мщробюл. журн.— 1975.— 37, № 1.—
Антанинене А. С., Янкявичюс К. К. Внеклеточные свободные аминокислоты,
13.
14.
15.
синтезируемые пресноводными бактериями залива Куршо-Марес // Физиологобиохимические основы развития планктонных организмов в сев. части залива Куршо-Марес.— Вильнюс, 1978.— С. 191—208.
Арендарчук В. В, Влияние р-индолилуксусной кислоты на некоторые синезеленые водоросли // Гидробиол. журн.— 1974.— 10, № 5.— С. 64—69.
Арендарчук В. В. Индолсодержащие вещества и рост синезеленых водорослей, вызывающих «цветение» воды: Автореф. дис. ... канд. биол. наук.— Киев, 1978.— 25 с.
Ахунов А. А., Таубаев Т. Т. Антимикробные свойства некоторых зеленых водорослей И Всесоюз. конф, по проблеме изыскания и биотехнологии новых антибиотиков: Тез. докл., Москва, 22—24 июня 1982 г.— Пущино-на-Оке : Наука, 1982.—С. 65—66.
Баишев К. С. Действие регуляторов роста фенольной природы на обмен нуклеи-
новых кислот меристематических тканей клубней картофеля // II Всесоюз. симпоз. по фенольным соединениям: Тез. докл., Алма-Ата, 1970 г.— Алма-Ата : Наука (КазССР), 1970,—С. 15—16.
Барашков Г. К. Сравнительная биохимия водорослей.— М. : Пищ. пром-сть, 1972.— 336 с.
Барашков Г. К., Богданова Л. А., Глазачева И. В. О биологической активности экстрактов Coelastrum microporum И Докл. АН СССР,— 1968.— 183, №4.— С. 951—954.
Бардинская М. С., Прусакова Л. Д., Шуберт Т. А. О регуляторах роста поли- фенольной природы//Там же.— 1962.— 142, № 1.— С. 222—228.
Бассем Д. А., Кальвин М. Путь СО2 в фотосинтезирующем растении//Тр. МБК *.— Москва, 10—16 авг. 1961 г. Механизм фотосинтеза. Симпоз. VI.— М. : Изд-во АН СССР, 1962.— С. 29—33.
Биохимия пастений.— М. : Мир, 1968.— 335 с.
Биохимия синезеленых водорослей,— Киев : Наук, думка, 1978.— 262 с.
Биохимия фенольных соединений.— М. : Мир, 1968.— 234 с.
Биргер Т. И. Метаболизм водных беспозвоночных в токсической среде.— Киев : Наук, думка, 1979.— 190 с.
Блажей А., Шутый Л. Фенольные соединения растительного происхождения.— М. : Мир, 1977.— 215 с.
Бобир А. Д., Дербенцева Н. А., Баркалова А. О. та in. Антив!русн! i ф!тостиму- лююч! властивост! окремих компоненпв !ман!ну И М!кроб!ол. журн.— 1972.— 34, № 5.— С. 620—624.
Бойчук О. Б. Внутренние регуляторы ростовых процессов // Физиолого-биохимические основы роста растений.— Киев : Наук, думка, 1966.— С. 122 183.
Бородин В. Б.» Демидов Э. Д. О связи между образованием гликолевой кислоты и фотосинтетическим коэффициентом у клеток хлореллы // Тр. II конф, молод, ученых и спец., Пущин о-н а -Оке, 16—19 апр. 1984 г. / Ин-т почвовед, и фотосинтеза АН СССР.—Пущино, 1985.—С. 29—35.—Рукопись деп. в ВИНИТИ, № 5301—85.
29 Брагинский Л. П. О токсичности синезеленых водорослей // Природа.— 1955.— № L— С. 117—119.
Бугорский П. С., Запрометов М. Н. О биосинтезе 0-фен ил этилового спирта в лепестках розы// Биохимия.— 1978.— 43, № 11.— С. 2038—2042.
Бузинова Н. С., Мандритта М. И. Влияние удобрений на численность фитопланктона осетровых прудов И Тр. МОИН **. Отд. биол.— 1968.— 30. — С. 83— 90.
Бурлакова 3. Н., Лаврентьев Н. А. К вопросу о скорости оборота растворенных органических веществ в морской воде как функции плотности клеток в популяциях// VII конф, по химии моря: Тез. докл.— М. : Наука, 1975.— С. 60—6L
Васильева В. Е., Пиневич В. В., Левитин М. Г. К вопросу о наличии эпоксиксантофиллов у синезеленых водорослей// Вести. Ленингр. ун-та.— 1973.— №21.— С. 145—146.
Взаимодействие между водой и живым веществом: Тр. Междунар, симпоз., Одесса, 6—10 окт. 1975 г. — М. : Наука, 1979.— Т. 2.— 216 с.
35 Винберг Г. Г. Токсический фитопланктон И Успехи соврем, биол.— 1954.— 38, №2.— С. 216—226.
Виноградова 3. А. Биохимическое изучение синезеленых водорослей Днепровского лимана в северо-западной части Черного моря И Экология и физиология синезеленых водорослей.— М.; Л. : Наука, 1965.— С. 187—195.
Водопьян Н. С. Взаемов!дношення найголовшших вид!в водоростей пересоло- нених водойм п!вдня УкраТни в культур! // Укр. ботан. журн.— 1969.— 26, № 4.—С. 115—116.
Волкова И. С. Компонентный состав некоторых диатомовых водорослей и их роль в формировании запахов воды: Автореф. дис. ... канд. биол. наук.— Киев, 1980.—26 с.
Волкова Е. И. Влияние выделений водоросли Chlorella vulgaris на антимикробные свойства актин ом ицетов в ассоциации И Тр. VI науч. конф, молод, ученых ф-та
* Международный биохимический кон гресс.
** Московское общество испытателей природы.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe^rambler mScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe^rambler m
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe^rambler m
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.oahutaawe^rambler m
почвоведения МГУ, Москва, 29 марта 1983 г.— М. : Изд-во МГУ, 1984.— С. 21 — 26.— Рукопись деп. в ВИНИТИ, № 6124—84.
Гаевская Н. С. Проблемы использования одноклеточных водорослей // Природа.— 1956.—№ 4.—С. 43—51.
Гамбург К. 3. Фитогормоны и клетка.— М. : Наука, 1970.— 103 с.
Гамбург К. 3., Кулаева О. И., Муромцев Г, С. и др. Регуляторы роста растений.— М. : Колос, 1979.— 246 с.
Гапочка И. Д. Исследование влияния различных сахаров на рост синезеленой водоросли Anacystis nidulans //Бюлл. МОИП. Отд. биол., 1967.- 72, № 2.— С. 150—151.
Гвоздяк Р. И., Жеребило О. Е., Перепынхатка В. И. Качественный состав полиаминов Agrobacterium tumefaciens // Микробиол. журн.— 1985.— 47, № 2.— С. 33—37.
Гельфанд Е. С., Пушева М. А., Телитченко М. М. и др. Изучение характера взаимоотношений зеленых хлорококковых водорослей И Бюлл. МОИП. Отд. биол.— 1973.— 78, № 3.—С. 127—131.
Глазычева И. В., Богданова Л. А., Слепнев В. А. и др. Биологическая активность экстрактов протококковых водорослей на разных фазах роста И Биологические процессы в морских и континентальных водоемах.— Кишинев, 1970.— С. 81—82.
Гольдин Е. Б., Стусь А. А., Сиренко Л. А. Использование сестона в качестве инсектицидов//Вопросы экологии, физиологии и использования водорослей.— Киев, 1986.— 12 с.— Рукопись деп. в ВИНИТИ, № 4690—В86.
48. Горюнова С. В. Прижизненные выделения диатомовой водоросли Synedra sp. // / Тр. Ин-та микробиологии АН СССР.— 1954.— 3.— С. 194—200.
Горюнова С. В. Прижизненные выделения водорослей, их физиологическая роль и влияние на общий режим водоемов // Гидробиол. журн.— 1966.— 2, № 4.— С. 80—88.
Горюнова С. В. Природное продуцирование веществ сильного биологического действия//Экологическое прогнозирование.— 1979.— М., Наука.— С. 49—54.
Горюнова С. В., Ржанова Г. Н., Орлеанский В. К- Синезеленые водоросли (биохимия, физиология, роль в практике).— М. : Наука, 1969.— 228 с.
Горюнова С. В., Демина Н. С. Водоросли — продуценты токсических веществ.— М. : Наука, 1974.— 256 с.
Горячев П. П. Влияние гиббереллина на клетки ценобия Pediastrum boryanum (Тигр.) Menegh.//Микробиология,— 1963.— 32, №2.— С. 296—298.
54. Гребинский С. О. Рост растений.— Львов : Изд-во Льв. ун-та, 1961.— 296 с.
I 55. Гродзинский А. М. Проблемы химического взаимодействия растений в искусственных фитоценозах // Роль токсинов растительного и микробиального происхождения в аллелопатии.— К. : Наук, думка, 1983.— С. 3—9.
56. Громов Б. В., Ермилова Е. В. Условия адгезии к субстрату зооспор зеленой водоросли Chlorococcum minutum И Физиол. раст.— 1985.— 32, № 4.— С. 795— 799.
Громов Б. В., Масленникова В. Г. Образование органических кислот из глюкозы в культурах хлореллы// Тр. Петергоф, биол. ин-та ЛГУ.— 1965.— 19.— С. 145— 148.
Гудвин Б. Временная организация клетки.— М. : Мир, 1966.— 295 с.
Гуревич Ф. А., Христенко Н. Г. О взаимоотношениях между синезелеными водорослями и другими гидробионтами//Изв. Сиб. отд-ния АН СССР.— 1965.— Вып. 3, № 12.— С. 14—20.
Гурин И. С., Ажгихин И. С. Биологически активные вещества гидробионтов — источник новых лекарств и препаратов.— М.: Наука, 1981.— 131 с.
Гусев М. В., Телитченко М. М. Взаимоотношения синезеленых водорослей с бактериями и ракообразными И Бюлл. МОИП. Отд. биол.— 1962.— 67, № 6.— С. 134—135.
Дегерменджи А. Г., Печуркин Н. С.» Шкидченко А. Н. Аутостабилизация факторов, контролирующих рост в биологических системах.— Новосибирск: Наука, 1979.— 141 с.
Денисова А. И. Формирование гидрохимического режима водохранилищ Днепра и методы его прогнозирования.— Киев : Наук, думка, 1979.— 290 с.
Дербенцева Н. О., Мииенкова 6» Л., Гарагуля О. Д. Пор^вняння антибактер!аль-
них та антив1русних властивостей дубильних речовин iManiny // ЛНкробюл. журн.— 1973.— 35, №4.—С. 485—488.
64а. Дилов X.» Мареков Н., Попов С. Съдържание на стероли в зависимост от щама и онтогенетичното развитие на микроводораслите И Прилож. микробил.— 1974.— 4.—С. 99—107.
Донченко Н. С. Влияние условий выращивания Melosira varians Ag на ее биохимический состав и ароматичность И Гидробиол. журн.— 1970.— 6, №6.— С. 90—94.
Дракина Т. И.» Кефели В. И. К проблеме иммунитета: взаимодействие ИУК и фенольных соединений при индуцировании патологического роста грибами рода Taphrina//Журн. общ. биол.— 1967.— 28, № 1.— С. 93—96.
Дрокова L Г. Доел!дження водоростей на вм!ст р-каротину // Укр. ботан. журн.— I960.— 17, №2.—С. 39—42.
Дрокова L Г. Вивчення умов нагромадження p-каротину у водорост! Chlorella pyrenoidosa Chick//Там же,—1961.— 18, №5.— С. 65—69.
Дрокова I. Г. Стерео1зомери p-каротину водоросл! Dunaliella salina Teod. И Там же.— 1971.— 28, № 5.— С. 670—673.
Дрокова 1. Г., Кузнецов М. В., Попова Р. Ц. Вмкт каротину в водоросп Dunaliella salina Teod. при вирощуванн! на poni в лабораторних умовах И Доповцц АН УРСР. Б.— 1967.—№ 8.—С. 736—739.
Дрокова I. Г., Тупик Н. Д., Лось С. 1. Впамши групи В у Dunaliella salina Teod. И Укр. ботан. журн.— 1975.— 32, № 2.— С. 233—236.
71а. Душкова П. Влияние на някои растелни вещества върху размерите и формато на клетките на видове Chlorella Н Науч. тр. Висш. пед. ин-т.— 1971.—■ 9, № 3.— С. 171—177.
Ермолаева Л. М., Федоров В. Д. О влиянии гиббереллина на развитие водорослей // Биол. науки.— 1964.— № 1.— С. 133—135.
Заварзина Н. Б. О веществах, тормозящих развитие Scenedesmus quadricauda Н Тр. Всесоюз. гидробиол. о-ва.— 1959.— 9.— С. 195—205.
Запрометов М. Н. Биохимия катехинов.— М. : Наука, 1964.— 295 с.
Запрометов М. Н. Биосинтез фенольных соединений и его регуляция // Успехи соврем, биол.— 1971.— 72, № 2(5).— С. 219—252.
Запрометов М. Н. Основы биохимии фенольных соединений.— М. : Высш, шк., 1974.—214 с.
Запрометов М. Н, Метаболизм фенольных соединений в растениях И Биохимия.— 1977.- 42, № 1.—С. 3—20.
Запрометов М. Н. Биосинтез фенольных соединений и его организация в клетках растений // V Всесоюз. биохим. съезд : Тез. докл., Москва, 1985 г. — М. : Наука. 1985.—С. 286.
Запрометов М. Н., Бухлаева В. Л. О продуктах фотосинтеза чайного растения и биосинтез фенольных соединений И Физиол. раст.— 1967.— 14, № 2.— С. 29—33.
Запрометов М. Н., Колонкова С. В. О биосинтезе фенольных соединений в хлоропластах И Докл. АН СССР.— 1967.— 176, № 2.— С. 231—236.
Зеленуха С. И. Антимикробные свойства растений, употребляемых в пищу.— Киев : Наук, думка, 1973.— 210 с.
Илялетдинова С. Г., Дубицкий А. М. Токсичность Hapalosiphon fontinalis, Ana- baena variabilis и Microcystis aeruginosa по отношению к личинкам кровососущих комаров /7 Изв. АН КазССР. Сер. биол.— 1974.— № 2.— С. 29—35.
Кабанова Ю. Г. Влияние вытяжек из цистозиры и филлофлоры на некоторые микрофиты // Тр. Ин-та океанологии АН СССР.— 1959.— 30.— С. 156—165.
Калачева Г. С., Трубачева И. И. Липиды Chlorella vulgaris в условиях блокирования биосинтеза биогенными элементами // Физиол. раст.— 1974.— 21, № 1.— С. 56—60.
Калинин Ф. Л., Безвенюк 3. А., Троян В. М. Фитогормональная регуляция клеточного цикла // V Всесоюз. биохим. съезд : Тез. стенд, сообщ., Москва, 1985 г.— М., 1985.— С. 373—374.
Калинкина Л. Г.» Строгонов Б. П. Выделение гликолевой кислоты морским^ и пресноводными водорослями при действии различных концентраций NaCl И Физиол. раст.— 1980.— 27, № 1.— С. 58—66.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaawe®rambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaawe®rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaawe®rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaawe®rambler ru
Калиниченко P. А. Влияние режима освещения на рост, развитие и ароматичность некоторых диатомовых водорослей И «Цветение» воды.— Киев, 1969.— Вып. 2.— С. 144—152.
Калугина-Гутник А. А. Фитобентос Черного моря.— Киев : Наук, думка, 1975.- 245 с.
Керимов С. X., Демидов Э. Д., Маслов А. И. и др. Превращение гликолата и глицина в клетках хлореллы// Физиол. раст.— 1980.— 27, № 1.— С. 52—57.
Кефели В. И. Рост растений.— М. : Колос, 1973.— 253 с.
Кефели В. И. Природные ингибиторы роста и фитогормоны.— М.: Наука, 1974.— 253 с.
Кефели В. И. Торможение роста и развития в онтогенезе растений // Гормональная регуляция онтогенеза растений.— М. : Наука, 1984.— С. 101—116.
Кефели В. И. Метаболизм и физиологические свойства абсцизовой кислоты И V Всесоюз. биохим. съезд: Тез. док л., Москва, 1985 г.— М. : Наука, 1985.— Т. L— С. 294—295.
Кефели В. И., Турецкая Р. X. О механизме действия природных ингибиторов роста растений// Успехи соврем, биол.— 1964.— 57, № 2.— С. 99—103.
Кефели В. И., Турецкая Р.Х. Локализация природных фенольных ингибиторов роста растений в клетках листьев ивы // Докл. АН СССР.— 1966.— 170, № 2.— С. 85—89.
Кефели В. И., ЧайлахянМ. X. Новые тенденции в учении о регуляторах роста растений//Успехи соврем, биол.— 1975.— 80, № 1.— С. 116—127.
Киносита, Терамото. О влиянии гиббереллина на рост «листьев» Porphyra : Пер. с яп. // Соруй.— 1958.— 6, № 3.— С. 85—88.
Кириллова Т. В. Выделение воднорастворимых веществ растительными тканями//Успехи современ. биол.— 1964.— 57, №2.— С. 54—57.
Кириенко Ю. А., СиренкоЛ, А., Орловский В. М. и др. Содержание токсических метаболитов синезеленых водорослей вводе вовремя «цветения» и их влияние на организм теплокровных животных // Самоочищение, биопродуктивность и охрана водоемов и водотоков Украины.— Киев, 1975.— С. 114—115.
Кириенко Ю. А., Перевозченко И. И., СиренкоЛ. А. и др. О химической природе токсических агентов синезеленых водорослей И Формирование и контроль качества поверхностных вод.— Киев, 1975.— Вып. 1.— С. 142—148.
Кириенко Ю. А., СиренкоЛ. А., Лукина Л. Ф. и др. Зависимость биологической активности токсических метаболитов синезеленых водорослей от структурных особенностей // Формирование и контроль качества поверхностных вод.— Киев, 1976.— Вып. 2.— С. 33—37.
Кириенко Ю. А., Станкевич В. В., Кириенко Н. И. Комбинированное действие токсина синезеленых водорослей и некоторых компонентов промышленных стоков на показатели качества воды // Гидробиол. журн.— 1982.— 18, № 4.— С. 35—38.
Клоченко П. Д. Водоросли как источник аминов — предшественников канцерогенных нитрозосоединений (обзор).— Киев, 1985.— 18 с.— Рукопись деп. в ВИНИТИ, № 7494-В.
Клячко-Гурвич Г. Л., Жукова Т. А. Изменение биосинтеза жирных кислот в условиях азотного голодания у Chlorella pyrenoidosa И Физиол. раст.— 1966.— 13, № 1.—С. 15—24.
Клячко-Гурвич Г. Л., Семенова А. Н. Адаптационная перестройка жирнокислотного состава моногалактозилдиглицеридов клеток хлореллы// IX Всесоюз. рабоч. совещ. по вопросам круговорота веществ в замкнутой системе на основе жизнедеятельности низших организмов. 11—15 июня 1976 г.— Киев, 1976.— С. 57—60.
Ковтуняк М. А. Вплив пол!фенол1в шипшини на раньовий б!осинтез аскорбЬ ново! кислоти в зр!зах картопл! // Наук. зап. Стан1сл. мед. 1н-ту.— 1961.— 4,_ с. 26—30.
Кожевников Ю. А., Сафин В. А., Глушов Г. А. О химическом составе и антибактериальных свойствах некоторых видов водорослей // Методы изучения и практического использования почвенных водорослей.— Киров, 1972.— С. 184—187.
Козицкая В. Н. Фенольные соединения синезеленых водорослей, вызывающих «цветение», и их роль в формировании качества воды: Автореф. дис, „. канд. биол. наук.— Киев, 1973.— 21 с.
Козицкая В. Н. Внеклеточные продукты фенольной природы некоторых синезеленых водорослей // Физиол. раст.— 1974.-— 21, № 2.— С. 296—300.
Козицкая В. Н. Ингибирующие вещества, продуцируемые некоторыми синезелеными водорослями//Гидробиол. журн.— 1984.— 20, №2.— С. 51—55.
Козицкая В. Н. Влияние некоторых фенольных соединений на жизнедеятельность синезеленой водоросли Microcystic aeruginosa // Там же.— 1987.— 23, № 1.—С. 51—56.
Кондратьева Н. В. «Вибухопод1бне» руйнування кл!тин планктонних вид1в ана- бен // Укр. ботан. журн.— 1967.— 24, № 3.— С. 66—73.
Кондратьева Н. В., Коваленко О. В* Краткий определитель видов токсических синезеленых водорослей.— Киев : Наук, думка, 1975.— 72 с.
Копелов В. Л., Николаев Ю. В. Об изменениях в структурной организации ДНК под влиянием полифенолов И II Всесоюз. симпоз. по фенольным соединениям: Тез. докл., Алма-Ата, 1970 г.— Алма-Ата : Наука (КазССР), 1970.— С. 21—22.
Коптева Ж. П. Бюсинтез памшу, рибофлавшу i выамшу деякими синьозеле- ними водоростями И М1кробюл. журн.— 1970.— 32, № 4.— С. 429—433.
Коптева Ж. П. Бюсинтез бютину, шридоксину, шкотиновоТ i пантотеново!* кислот деякими синьозеленими водоростями И Там же.— № 5.— С. 555—560.
Кораблева Л. И., Кириленко Н. С.» Гайдаш Ю. К. и др. Влияние абиотических и биотических факторов на распределение и энергетический баланс азотсодержащих органических веществ в Запорожском водохранилище И Антропогенное эвтрофирование природных вод : Тез. докл. на 2-ом Всесоюз. совещ. по антропоген. эвтрофиров. природ, вод, Звенигород, 19—23 дек. 1977 г.— Черноголовка, 1977.—Т. 2.—С. 214—219.
Корриган Д. Е., Мак-Лафлин Д. Д., Бурке Д. М., Хиршфилд Г. И. Конкурентные способности морского фитопланктона Н Экологические последствия загрязнения океана.— М. : Наука, 1985.— С. 164—179.
Корсак М. Н. Связь фотосинтетического коэффициента с прижизненными выделениями синезеленых водорослей И VI конф, молод, ученых: Тез. докл., Биол,- почв. фак. МГУ, Москва, 1976 г.— М. : Изд-во МГУ, 1976.— С. 38—40.— Рукопись деп. в ВИНИТИ, № 300—76.
Костлан Н. В., Тупик Н. Д., Нестерова Е. С. Вмют деяких водорозчинних BiTaMinie у протококкових водоростей залежно вгд в!ку i умов фосфорного жив- лення И Укр. ботан. журн.— 1971.— 28, № 5,—С. 664—666.
Краснощок Г. П. Про знаходження токсично!’ водоросп Prymnesium parvum Carter у водоймах твденно!' УкраТни // Там же.— 1973.— 30, № 5.— С. 631 — 635.
Красновский Л. Л., Михайлова Е. С. Восстановление цитохрома с в присутствии хинонов; действие света// Докл. АН СССР.— 1973.— 212, № 1.— С. 237—239.
Крегпович В. Л. Основы биохимии растений.— М. : Высш, шк., 1971.— 464 с.
Кузнецов В. В., Кулаева О. Н. Нитратредуктазы зародышей куколя, индуцированные гормоном и субстратом: биохимические и иммунологические свойства // V Всесоюз. биохим. съезд: Тез. докл., Москва, 1985 г.—М. : Наука, 1985.— Т. 3.—С. 378.
Кузьменко М. И. Миксотрофизм синезеленых водорослей и его экологическое значение.— Киев : Наук, думка, 1981.— 212 с.
Кулаева О. Н., Хохлова В. А., Фофанова Т. А. Цитокинин и абсцизовая кислота в регуляции роста и процессов внутриклеточной дифференцировки // Гормональная регуляция онтогенеза растений.— М. : Наука, 1984.— С. 71—87.
Кулаева О. Н., Федина А. Б. Стрессовые белки растений И V Всесоюз. биохим, съезд: Тез. докл., Москва, 1985 г.—М. : Наука, 1985.— Т. 1.— С. 294.
Курсанов Л. Л., Кулаева О. Н., Микулович П. Т. Взаимодействие фитогормонов в "их влиянии на рост изолированных семядолей тыквы // Физиол. раст.— 1969.— 16, № 4.— С. 680—686.
Кустенко Н. Г. Влияние фильтратов из-под культуры водорослей Skeletonema costatum и Thalassionema nitzschioides на их собственный рост//Там же.— 1974 _ 21, № 5.—С. 1034—1037.
Кыдар М. М., Доман Н. Г. Поглощение S35O4 и образование сульфолипидов культурой Chlorella pyrenoidosa на свету и в темноте // Там же.— 1968.— 15, № 1,— С. 161—164.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.oahutaawefrtlrambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.oahutaawefrtlrambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.oahutaawefrtlrambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.oahutaawefrtlrambler.ru
Лавровская H. Ф. Динамика содержания белка, жира и некоторых витаминов в нитчатых водорослях из рыбоводных прудов И Гидробиол. журн.— 1966.— 2, № 5.—С. 61—65.
Ладыженская Э. П., Кораблева Н.П. Взаимодействие фитогормонов с цитоплазматической мембраной // Успехи соврем, биол.— 1985.— 99, № 2.— С. 226— 241.
Лахно Э. С., Вихрестюк Т. А. Масс-спектрометричне досл!дження х!м1чного складу летких вид (лень рослин И Укр. ботан. журн.— 1979.— 36, № 2.— С. 125—129.
Левина Р. И. Взаимоотношения различных видов протококковых водорослей и их бактерицидное действие при совместном выращивании // Микробиология.— 1964.— 33, № 1.—С. 140—142.
Леопольд А. Рост и развитие растений.— М. : Мир, 1968.— 245 с.
Литвиненко Л. Г. Вплив органичного живлен ня на фотосинтез Scene desm us quadricauda (Тигр.)//Укр. ботан. журн.— 1962.— 19, №5.— С. 21—25.
Лихолат Т. В., Дружинина Т. Н. Влияние ауксина и гиббереллина на активность УДФГ-4-эпимеразы в колеоптилях пшеницы// Физиол. раст.— 1977.— 24, № 6.—С. 1194—1199.
Мазин В. В., Силкин Л. Я. О влиянии фенолов на устойчивость капусты к Plas- modiophora brassicae Wer. // Бюл. Гл. ботан. сада АН СССР.— 1971.— 78.— С. 28—31.
Максимов Г. Б., Радкевич Г. И. Изучение биологически активных некоторых полифенолов И Регуляторы роста и рост растений.— М. : Наука, 1964.— С. 111—115.
Максимова И. В., Торопова Е. Г., Пименова М. Н. Выделение органических веществ при росте зеленых водорослей на минеральных средах И Микробиология.—1965.—34, № 3.— С. 24—28.
Максимова И. В., Пименова М. Н. Природа органических соединений, выделяемых в среду растущими культурами зеленых водорослей Н Там же. 1966.- 35, № 4.—С. 623—632.
Максимова И. В., Пименова М. Н. Выделение органических кислот зелеными одноклеточными водорослями И Там же.— 1969.— 38, № 1.— С. 77—86.
Максимова И. В., Драгунова Р. А., Корженко В. П. Внеклеточные азотсодержащие вещества Scenedesmus quadricauda И Вести. МГУ. Биол., почвовед.—- 1972.—№ 4.—С. 40—45.
Максимова И. В., Горская Н. В., Даль Е. С. Изменение содержания внеклеточных продуктов и их состава в синхронной культуре Chlorella pyrenoidosa на свету при повышении концентрации кислорода И Микробиология.— 1976.— 45, № 1.— С. 54—59.
Максимов В. Н., Гапочка Л. Д„ Федоров В. Д. Зависимость влияния некоторых сахаров и органических кислот на урожай Anacystis nidu Ians от освещенности И Вести. МГУ. Биол., почвовед.— 1969.— № 3.— С. 41—45.
Маляревская А. Я- Обмен веществ у рыб в условиях антропогенного евтрофиро- вания водоемов.— Киев : Наук, думка, 1979.— 253 с.
Манская С. М., Дроздова Т. В. Фенольный гликозид из сфагнового мха // Докл. АН СССР.— 1955.— 102, № 4.—С. 789—792.
Марена У. В. О взаимосвязи между первичным и вторичным метаболизмом растений на примере фенольных соединений И V Всесоюз. биохим. съезд: Тез. докл., Москва, 1985 г.— М. : Наука, 1985.— Т. 1.— С. 285—286.
Марена У. В., Лаанест Л. Э. Катаболические превращения полифенолов в растениях //Физиол. и биохимия культ, раст.— 1980.— 12, №3.— С. 227—251, 150. Маслов Ю. И. Фракционирование липидов Chlorella pyrenoidosa// Вестн. Ле- нингр. ун-та.— 1966.— № 21.— С. 102—109.,.
Масюк Н. П. Про вплив пберелово1 кислота на водор!сть Dunaliella salina Те- od// Укр. ботан. журн.— 1961.— 18, № 5.— С. 62—64.
Масюк Н. П. Вплив юшв Na, Mg, Cl та SO4 на picT, розмноження та каротино- утворення водорот Dunaliella salina Teod И Там же.— 1965.— 22, № 5. • С. 3—11.. ....
Мережко А. И. Влияние аминокислот на рост и развитие Anabaena variabihs в культуре // Гидробиол. журн.— 1965.— 1, № 2.— С. 58—59.
Меркис А. И., Рупайнене О. Ю., Новицкине Л. Л. Сравнительное изучение дейст-
вия р-индолилуксусной и гибберелловой кислот на окислительно-восстановительную систему аскорбиновой кислоты и рост растений // Тр. АН ЛитССР.— 1969.— Вып. 2 (49).— С. 65—76.
Меркис А. И., Савичене Э. К.» Даргинавичене Ю. В. и др. Особенности синтеза и транспорта ИУК в целостном растении // V Всесоюз. биохим. съезд: Тез. докл., Москва, 1985 г.—М., 1985.—Т. 3.—С. 383—384.
Месхи А. Б., Джохадзе Д. И. Некоторые особенности действия простых фенолов на жизнедеятельность различных систем И Физиол. раст.— 1973.— 20, № 6.— С. 1253—1256.
Механизмы биологической конкуренции.— М. : Мир, 1964.— 242 с.
Микулович Т. П., Кукина И. М. Регуляция цитокинином, абсцизовой кислотой и фузикокцином я дерн ого и хлоропластного синтеза РНК в изолированных семядолях тыквы// V Всесоюз. биохим. съезд: Тез. стенд, сообщ., Москва, 1985 г.— М. : Наука, 1985.— Т. 3.— С. 384.
Минеева Л. А. Использование различных органических соединений культурами Chlorella vulgaris и Scenedesrnus obliquus// Микробиология.— 1961.— 30, №4.— С. 586—592.
Миронюк В. И.» Тупик Н. Д. Водорастворимые витамины водоросли Dunaliella salina Teod. И Вопросы физиологии, биохимии, цитологии и флоры Украины.— К. : Наук, думка, 1974.— С. 39—40.
Музафаров Е. Н., Задецкая О. Ю. Механизм действия флавонолов на электронный транспорт и фотофосфорилирование в связи с усложнением их структуры И Регуляция энергетического обмена хлоропластов и митохондрий эндогенными фенольными ингибиторами.— Пущино-на-Оке, 1977.— С. 7—27.
Муромцев Г. С., Ангистова В. Н. Гормоны растений: гиббереллины.— М. : Наука, 1973.— 282 с.
Мусаев К. Ю., Тажибаев Ш. Ж., Седяметов Р. А. Содержание витаминов у некоторых почвенных синезеленых водорослей. // Методы изучения и практического использования почвенных водорослей.— Киров, 1972.— С. 138—140.
Налетова И. А., Владимирская Е. В. Аминокислоты, растворенные в морской воде, как один из показателей физиологического состояния экосистемы И Океанология.—1977.—17, №6.—С. 1010—1015.
Несветова Г. И. Аминокислотный состав растворенного органического вещества в водах Баренцева моря // Бентос Баренцева моря. Распределение, экология и структура популяций.— Апатиты, 1984.— С. 131—137.
Нестерова Д. А. Развитие перидиней Exuviaella corelata и явление «красного прилива» в северо-западной части Черного моря // Биология моря.— 1979.— 5.— С. 24.
Никитина К- А., Гусев М. В. Влияние некоторых органических веществ на рост на свету и отмирание в темноте синезеленой водоросли И Физиол. раст.— 1976.— 23, № 6.—С. 1219—1224.
Николаев И. И. О «цветении» воды Балтийского моря И Тр. ВНИРО .— 1954.— 26.—С. 210—220.
Одинцова Е. Н., Шлапкаускайте Г. Биосинтез и выделение витаминов одноклеточной водорослью хлореллой // Докл. АН СССР.— 1976.— 226, № 3.— С. 715—718.
Орлова Т. А., Злобин В. С. Внешние метаболиты в культуре морской диатомовой водоросли // Экология.— 1973.— № 3.— С. 14—17.
Осипов Л. Ф. Синезеленые водоросли — источник обогащения воды растворенными органическими веществами // Круговорот вещества и энергии в водоемах. Элементы биотического круговорота: Тез. докл. V Всесоюз. лимнол. совещ., Лиственичное на Байкале, 1981 г.—Иркутск, 1981—Вып. 1,—С. 103—105.
Ошмарина В. И., Шевякова Н. И., Шамина 3. Б. Динамика свободных аминокислот и амидов в культуре клеток Nicotian a sy Ives tris при разных концентрациях путресцина в среде Л Физиол. раст.— 1982.— 29, № 4,— С. 633—638.
Паламар-Мордвинцева Г. М., Водоп’ян Н. С., Гурко Л. М. Вплив фiльтpaтiв культур Ankistrodesmus braunii Brunnth., Scenedesrnus quadricauda (Lagerh.) на pier i розвиток Chlamydomonas eugametes MoewusZ/Укр. ботан. журн.— 1972.— 29, № 5.— С. 565—569.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mai I: pahutaawefrt)rambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mai I: pahutaawefrt)rambler ruПаламарчук А. С., Блитман С. M. Pict Chlorella vulgaris Beijer на збалансова- ному i незбалансованому поживних середовищах з стимуляторами росту И Там же.— 1969.— 26, № 5.— С. 78—85.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mai I: pahutaawefrt)rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mai I: pahutaawefrt)rambler ru
Палладия, В. И. Дыхание растений и его отношение к процессам превращения вещества и энергии в растениях И Зап. АН СССР.— 1930.— 37, № 3.— С. 53— 56.
Панкратова Е. М. Внеклеточные выделения синезеленых водорослей //Современное состояние и перспективы изучения почвенных водорослей в СССР.— Киров, 1966.—С. 33—35.
Паршиков В. Н. Жирнокислотный состав липидов зеленых и синезеленых водорослей И 3-й Всесоюз. биохим. съезд: Реф. науч, сообщ., 1974 г.— Рига, 1974.— Т. 1,—С. 162.
Паршиков В. М., Костлан Н. В. Жирнокислотний склад лшццв водоростей И Укр. ботан. журн.— 1976.— 33, № 3,— С. 290—292.
Пашкарь С. И., Смирнов А. М.» Захарова Л. А. О физиологическом действии некоторых фенольных соединений в качестве регуляторов роста растений // Агрохимия.— 1969.— № 1.— С. 27—30.
Пешеходько В. М., Титляков Э. А*, Беликов И. Ф. Фотосинтез и прижизненное выделение органических веществ талломами некоторых морских прикрепленных водорослей //Физиол. раст.— 1976.—23, № 5.—С. 1047—1051.
Пименова М. Н., Максимов И. В. Накопление органического вещества в автотрофных культурах водорослей// Тр. МОИП. Отд. биол.— 1966.— 24.— С. 131 — 141.
Пиневич В. В., Верзилин Н. Н., Васильева В. Е. Действие гиббереллиновой кислоты на протококковые водоросли И Биол. науки.— 1961.— № 3.— С. 151—154.
Пискункова Н.Ф., Пименова М.Н., Баклашова Т.Г. Некоторые данные о роли фотосинтеза в использовании ацетата и пирувата Scenedesmus quadricauda // Микробиология.— 1971.— 40, № 3.— С. 386—388.
Полевой В. В. Роль ауксина в регуляции роста и развития растений // Гормональная регуляция онтогенеза растений.— М. : Наука, 1984.— С. 87—100.
Поликарпов Г. Г. Радиоэкология морских организмов.— М. : Атомиздат, 1964.—
Поликарпов Г. Г., Егоров В. Н. Морская динамическая радиохемоэкология.— М. : Энергоатомиздат, 1986.— 176 с.
Постолиця Л. Г. Про вггамши групи В у деяких синьозелених водоростей И Укр. ботан. журн.— 1969.— 26, № 3.— С. 84—85.
Предкель К. И., Авгуль Н. Б., Калер В. Л. Идентичность цитохромов хлоро- пластов ячменя и некоторых микроводорослей// Докл. АН БССР.—1981.— 25, № 11.—С. 1039—1042.
Промышленное культивирование микроводорослей: Тез. докл. всесоюз. конф., Ашхабад,17—19 сент. 1985 г.—М. : Цех оперативной полиграфии
ВНИИСЭНТИ, 1985.— 155 с.
Работнова И. Л., Милько Е. С. Влияние условий культивирования на образование каротина водорослью Dunaliella salina И Тр. МОИП. Отд. биол.— 1966.— 24.—С. 115—123.
Райс Э. Аллелопатия.— М. : Мир, 1978.— 392 с.
Розанова Г. Н,, Горюнова С. В. Аминокислотный состав синезеленой водоросли Phormidium uncinatum (Ag.) Com. // Микробиология.— 1965,— 34, № 2.— С. 268—272.
Родионов И. И., Морозова Э. Л. К образованию биоактивного комплекса альбумин + кверцитин // Биологически активные вещества в жизни растений и животных.— Минск : Высшейш. шк., 1973.— С. 40—44.
Романко Е. Г., Селиванкина С. Ю.» Кулаева О. Н. Гормональная регуляция экспрессии генома растений // V Всесоюз. биохим. съезд: Тез. докл., Москва, 1985 г.— М., 1985.—Т. 1,—С. 291.
Романов Г. А., Таран В. А., Кулаева О. Н. Выявление цитокининсвязывающих сайтов в растворимой фракции листьев табака и ячменя // Там же.— С. 386.
Рухадзе Ш. М. Метаболизм n-бензохинона и хинон-белковое взаимодействие в растениях: Автореф. дис. ... канд. биол. наук.— Тбилиси, 1974.— 29 с.
Сакевич А. И. Экзометаболиты пресноводных водорослей.— К. : Наук, думка, 1985.— 197 с.
Селяметов Р. А., Мусаев К. Ю., Тажибаев Ш. Ж. Содержание тиамина, рибофлавина, пиридоксина и фолиевой кислоты в культурах водорослей, выделенных из различных почв Узбекистана//Узб. биол. журн.— 1973.— № 2.— С. 67—69.
Семаков В. В. Антифидантные свойства микроорганизмов // Защита раст.— 1982.— № 5.— С. 29.
Семаков В. В., Сиренко Л. А. Токсичность синезеленых водорослей для личинок некоторых насекомых И Гидробиол. журн,— 1984.—20, № 4.—С. 69—72.
Семенов А. Д., Брызгало В. А., Позднякова А. Н. О связи между динамикой биомассы, состава фитопланктона и внутригодовыми изменениями содержания растворенных органических веществ в водоеме//Гидрохим. материалы,— 1974.— 60.—С. 155—156.
Семенов А. Д., Тамбиева Н. С., Кшикинова Т. С. К вопросу о факторах, влияющих на динамику концентрации летучих карбонильных соединений и аминов в природных водах // Физиолого-биохимические основы взаимодействия растений в фитоценозах.— К. : Наук, думка, 1974.— Вып. 5.— С. 87—91.
Семененко В. Е., Касаткина Т. И., Синицкий И. Г. и др. Изучение 2-дезокси-П- глюкозного эффекта репрессии фотосинтеза у различных зеленых и синезеленых водорослей И Материалы IX Всесоюз. рабоч. совещ. по вопр. круговорота веществ в замкнутой системе на основе жизнедеятельности низших организмов, Киев, 1976 г.— Киев : Наук, думка, 1976.— С. 125—128.
Сидорова О. А., Максимова И. В. Липиды зеленой водоросли Westella botryoides и их светозависимая антибактериальная активность И Физиол. раст.— 1985.— 32, № 3.— С. 465—472.
Сиренко Л, А. Физиологические основы размножения синезеленых водорослей в водохранилищах.— К- : Наук, думка, 1972.— 203 с.
Сиренко Л. А. Деэвтрофирование водоемов, его принципы, трудности, опыт практического осуществления И Антропогенное эвтрофирование природных вод: Материалы III Всесоюз. симпоз., Москва, сент. 1983 г.— Черноголовка, 1985. — С. 153—172.
Сиренко Л. А., Паршикова Т. В. Физиолого-биохимические и технологические аспекты получения и практического использования биомассы микроскопических водорослей П Вопросы экологии, физиологии и использ. водорослей. — Киев, 1986.— 96 с.— Рукопись деп. в ВИНИТИ, № 4690—В86.
С1ренкоЛ. А., Богданова Т. Л. Стимулящя розвитку Anabaena variabilis в культур! за допомогою ф!з!олог!чно активних речовин И Bien. КиУв. ун-ту.— 1962.— Вип. 2.— № 5.— С. 7—9.
аренко Л. А., Мш^енко С. А. В!там!н С у культурах деяких синьозелених водоростей//В 1сн. Кшв. ун-ту. Сер. б!ол.— 1966.— № 8.— С. 93—96.
Сиренко Л. А., Сакевич А. И. Образование терпенов у синезеленых водорослей // Докл. АН СССР.— 1967.— 177, № 4.—С. 959—960.
Сиренко Л. А., Гавриленко М. Д. «Цветение» воды и евтрофирование (методы его ограничения и использования сестона).— Киев : Наук, думка, 1976.— 232 с.
Спекторова Л. В., Альбицкая О. Н. Установка для производства морских микроводорослей И Рыб. хоз-во.— 1985.— № 4.— С. 35—37.
Стеблюк М. В., Матвиенко О. М. Про бактерициды властивост! деяких вщцв протококкових водоростей И Укр. ботан. журн.— 1968.— 25, № 6.— С. 40—45.
Стеценко Н. М., Стеценко О. В. Л!п!ди синьозелених водоростей та Ух бактерициды! властивост! //Там же.— 1976.— 33, № 3.— С. 303—310.
Стом Д. И., Калабина А. В. О механизме торможения роста растений некоторыми фенолами И II Всесоюз. симпоз. по фенольным соединениям: Тез. докл., Алма-Ата, 1970 г.— Алма-Ата, 1970.— С. 79—80.
Струбицкий И. В. Регуляция фенольными соединениями и ферредоксин: тио- редоксиновой системой энергетического обмена Microcystis aeruginosa Kutz, emend. Elenk.: Автореф. дис. ... канд. биол. наук.— Киев, 1986.— 20 с.
Судьина Е. Г., Лозовая Г. И. Основы эволюционной биохимии растений.— К. : Наук, думка, 1982.— 358 с.
Тамбиев А. X., Телитченко М. М. Роль летучих и водорастворимых биологически активных соединений в формировании биоценозов и изучение их современными биофизическими и химическими методами И Летучие биологически активные соединения биогенного происхождения.— М., 1971.— С. 14—27.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007. e-mail nahutaawefSirambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007. e-mail nahutaawefSirambler ruТамбиев А. X.» [Целестина H. H., Болдырева Л. С. Изучение биологической активности экзометаболитов одноклеточных морских водорослей И Физиол. раст.— 1981.— 28, № 3.— С. 31—35.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007. e-mail nahutaawefSirambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007. e-mail nahutaawefSirambler ru
Тамбиев А. X., Киринова Н. Н., Шелестина Н. И. Выделение органических соединений морскими водорослями И Вести. МГУ.— 1983.— № 1.— С. 52—55.
Таутс М. И. Фенольные соединения культуральной среды бактериально чистой культуры Chlorella //Физиол. раст.— 1978.— 25, № 2.— С. 401—404.
Таутс М. И. Фенольные соединения бактериальной культуры хлореллы и некоторые их характеристики И Физиол. раст.— 1983.— 30, № 2.— С. 332—340.
Таутс М. И.» Семененко В. Е. Выделение и идентификация физиологически активных веществ индольной природы во внеклеточных метаболитах хлореллы И Докл. АН СССР.— 1971.— 198, № 4.—С. 970—973.
Телитченко М. М., Тамбиев А. X., Ермолович Л. П. и др. Значение метаболитов в жизни водоема и современные методические возможности их изучения И Биологические процессы в морских и континентальных водоемах.— Кишинев : АН МССР, 1970.— С. 56—60.
Телитченко М. М., Телитченко Л, А. Автотоксины и роль витаминов в экологии водоемов И Формирование и контроль качества поверхностных вод. — Киев, 1976.— Вып. 2.—С. 110—114.
Телитченко М. М., Шестерил И. С., Иванов Э. В. и др. Изучение антиокисли- тельной и биологической активности внеклеточных метаболитов зеленых протококковых водорослей в процессе их роста // Биол. науки.— 1972.— № 8.— С. 55—59.
Тимофеева С. С., ЖгуноваЛ. В. Токсикологическая экспертиза свободных и связанных цианидов, метиламина на автотрофных организмах.— Иркутск, 1982.— 16 с.™ Рукопись деп. в ВИНИТИ, № 665—83.
Тимофеева С. С., Катина Н. Ф. Кинетические закономерности и механизм детоксикации ароматических аминов гидрофитами.— Иркутск, 1983.— 33 с.— Рукопись деп. в ВИНИТИ, № 3672-83.
Тирранен Л. С., Ковров Б, Г. О механизме взаимодействия популяций микроорганизмов через продуцируемые ими летучие биологически активные вещества И Анализ роста популяций биофизическими методами.— Новосибирск, 1984.— С. 40—51.
Токин Б. П. Фитонциды.— М. : Изд-во Акад. мед. наук СССР, 1948. — 225 с.
Третьякова А. Н., Бажина Е. В. Антифунгальные свойства почвенных водорослей И Методы изучения и практического использования почвенных водорослей.— Киров, 1972.— С. 171—175.
Трубачев И. Н., Болсуновский А. Я. Внеклеточные полисахариды Porphyridium cruentum И Культивирование и применение микроводорослей в народном хозяйстве: Материалы респ, конф., Ташкент, 27—29 августа 1984 г.— Ташкент: Фан, 1984.— С. 56.
Туманцева Н. И. «Красный прилив» в Черном море И Океанология.— 1985.— 25, № 1.—С. 130—132.
Тупик Н. Д. 1зоферменти пероксндази та ауксиноксидази деяких синьозелених та зелених водоростей И Укр. ботан. журн.— 1972.— 29, № 1.— С. 106—108.
Тупик Н. Д., Лось С. I. Б1ох1м1чна характеристика Spirulina platensis (Gom.) Geitl. I. Водорозчинн! вггамши групи В И Там же.— 1975.— 32, № 1.— С. 39—41.
Уморин П. П. Изучение взаимоотношений водорослей и бактерий в проточной культуре//Жури. общ. биол.— 1981.— 42, №6.— С. 907—919.
Успенская В. М. Изучение физиологии питания Oscillatoria splendida Grew, и Oscillatoria agardhii Gom. в связи с образованием и накоплением запахов и привкусов воды. II. Опыты на грунтах // Микробиология.— 1953.— 22, №6.— С. 669—674.
Федоров В. Д., Карлуш Г. А. Исследование физиологической активности моно- и смешанных культур некоторых синезеленых водорослей // Актуальные проблемы биологии синезеленых водорослей.— М. : Наука, 1974.— С. 90—98.
Федоров В. Д., Кафар-заде Л. Исследование регуляторного действия метаболитов водорослей на природный планктон // Человек и биосфера.— 1978.— № 2.— С. 172—198.
Феоктистова О. И. Влияние кобальта на численность планктонных синезеленых
водорослей и на синтезирование ими витамина Bi2 П Бюл. Ин-та биол. водохранилищ АН СССР.—1961.—№ 10,—С. 3—6.
Хайлов К. М. Некоторые неизвестные органические вещества морской воды И Докл. АН СССР.— 1962.— 147, № 5.— С. 1200.
Хайлов К. М. Экологический метаболизм в море.— Киев : Наук, думка, 1971.— 252 с.
Царенко В. М. Внеклеточные органические кислоты и их связь с функциональной активностью синезеленых водорослей: Автореф. дис. ... канд. биол. наук.— Киев, 1983.— 25 с.
Цирульская 3. И. О выделениях водорослей // Бюл. МОИП.— 1971.— 76, № 4.—С. 118—122.
Цудзевич Б. А,, Кучеренко С. Н„ Блюм И. Б. Влияние экзогенных пр остглан - динов на интенсивность фосфорилирования белков хроматина и синтеза ДНК в пролиферирующих гепатоцитах Ц V Всесоюз. биохим. съезд : Тез. стенд, сообщ., Москва, 1985 г.— М., 1985.— С. 135.
Шалашвили А. Г., Дурмишидзе С. В. О катаболизме фенольных соединений в растениях//V Всесоюз. биохим. съезд : Тез. докл., Москва, 1985 г.— М. : Наука, 1985.—С. 287.
Шевякова Н. И. Метаболизм и физиологическая роль ди- и полиаминов в растениях// Физиол. раст.— 1981.— 28, № 5.— С. 1052—1059.
Шелекстина И. И., Аверьянова Я. П., Невельштейн Б. А. и др. Влияние интестинальных гормонов на метаболизм биогенных аминов И V Всесоюз. биохим. съезд : Тез. стенд, сообщ., Москва, 1985.— М. : Наука, 1986.— С. 137—138.
Шестерик И. С.» Иванов Э. В. Окислительная активность экзометаболитов зеленых водорослей в разных фазах их роста // Методы изучения и практического использования почвенных водорослей,— Киров, 1972.— С. 125—131.
Эйнор Я. О., Кордюм В. А., Бух И. Г. Изучение влияния некоторых ростактиви- рующих веществ на фотосинтез и рост автотрофной термофильной хлореллы И Гидробиол. журн.— 1971.— 7, № 2.— С. 69—73.
Эмануэль Н. М. Физико-химические основы применения фенольных соединений в химии и биологии И Фенольные соединения и их биологические функции.— М. : Наука, 1968.— С. 311—331.
Янкявичюс К. К., Будрене С. Ф., Баранаускене А. Ю. и др. Влияние М-ацетил-Р- -глюкозамина на развитие и аминокислотный состав планктонных водорослей при различном температурном режиме И Тр. АН ЛитССР.— 1982.— 80, № 4.— С. 7—14.
252а. Янишлиева Н. В., Маринова Е. М., Михайлова С. Антиокислители а активност на биомасата от Scenedesmus acutus и нейните продукта // Хидробиология.— 1984.—23.—С. 20—28.
Aaronson S., Ardois G. Selective inhibition of blue — green algae growth by ethionine and other aminoacid analogs//J. Phycol.— 1971.— 7, N 1.— P. 18—20.
Aaronson S., De Angelis B., Frank 0., Baker H. Secretion of vitamins and amino acids into the environment by Ochromonas danica // Ibid.— N 3.— P. 215—218.
Aaronson S., Dhawale S. W., Patni N.J. el al. The cell content and secretion of water — soluble vitamins by several freshwater algae//Arch. Microbiol.— 1977.— 112, N L—P. 57—59.
Abbas A., Godward M. B. Cytological effects of gibberellic acid (Gibberellin A3) on Draparnaldia plumosa (Vauch) g. П Curr. Sci. (India).— 1965.— 34, N 24.— P. 699.
Abe H., Uchiyama M., Sato R. Isolation and identification of native auxins in marine algae //Agr. and Biol. Chern.— 1972,— 36, N 12.—P. 2259—2260.
Abramouitz A. S., Massey V. Interaction of phenoles with old yellow enzyme// J. Biol. Chern.— 1976.—251, N 17.—P. 5327—5336.
Accorinti J., Caire G. L., Mule C. L. de. Sustancias biologicamente activas, en cul- tivos axenicos de Cyanophyta//Fyton.— 1974.— 32, N 1.— P. 23—33.
Adachi R., Fukuyo Y. The thecal structure of a marine toxic dinoflagellate Gambierdiscus toxicus gen. et sp. nov. Collected in a ciguatera — endemic area// Bull. Jap. Soc. Sci. Fish.— 1979.— 45, N 1.— P. 67—71.
Ahern T. J., Katoh S., Sada E. Arachidonic acid production by the red alga Por phyridium cruentum // BiotechnoL and Bioeng. Symp.— 1983.— 25, N 4.— P. 1057—1070.
Ahmad M. R. Short and long term effects of indole-3-acetic acid on the growth of Nostoc muscorum // Z. Pflanzenphysiol.— 1971.— 64, N 2.— S. 175—177.Ahmad M. R., Winter A. Studies on the hormonal relationships of Algae in pure culture. II. The effect of potential//Planta.— 1969.— 88, N 1.— P. 16—27.Ahmad M. R., Winter A. Studies on the hormonal relationships of algae in pure culture. III. Tryptamine is an intermediate in the conversion of tryptophan to indoIe-3-acetic acid by the blue-green alga Chlorogloea fritschii // Ibid.— 1969.— 88, N L— P. 61—66.Ahmad M. R., Winter A. The effect of weak auxins on the growth of blue-green algae//Hydrobiologia.—1970.— 36, N 2.— P. 305—316.Ahmadjan V., Reynolds J. T. Production of biologically active compounds by isolated lichenized Fungi//Science.— 1961.— 133, N 2454.— P. 700.A lam M., Chakravarti A., Ikawa M. Lipid composition of the brown alga Fucus vesiculosus H J. Phycol.— 1971.— 7, N 3.— P. 267—268.Alam M., Sansing T. B., Guerra J. R., Harmon A. D. Dinoflagellate sterols. IV. Isolation and structure of 4a, 23^, 24^-trimethylcholestanol from the dinoflagellate Glenodinium hallii // Steroids.— 1981.— 38, N 4.— P. 375—382.Albersheim P., Valent B. S., Darvill A. G. et al. Recognition between plant cells and microbes is regulated by complex carbohydrates// Intern. Cell. Biol., 1980— 1981. 2nd Intern. Congr., Berlin (West), 1980.—Berlin, 1981.—P. 749—760.Allen M. B. Excretion of organic compounds by Chlamydornonas// Arch. Microbiol.—1956.—24, N 2.— P. 163—168.Almodovar L. R. Ecological aspects of some antibiotic algae in Puerto Rico// Bot. mar.— 1964.— 6, N 1/2.— P. 143—146.Altman A. Polyamines and wounded storage tissues — inhibition of RNase activity and solute leakage H Physiol, plant.— 1982.— 54, N 2.— P. 194—198.Amann M. J., Juttner F. A rapid procedure for the isolation of an unstable Microcystis toxin with FDF-features // FEBS Microbiol. Lett.—1981.— 12. N 2.—274.Ahmad M. R. Short and long term effects of indole-3-acetic acid on the growth of Nostoc muscorum // Z. Pflanzenphysiol.— 1971.— 64, N 2.— S. 175—177.Ahmad M. R., Winter A. Studies on the hormonal relationships of Algae in pure culture. II. The effect of potential//Planta.— 1969.— 88, N 1.— P. 16—27.Ahmad M. R., Winter A. Studies on the hormonal relationships of algae in pure culture. III. Tryptamine is an intermediate in the conversion of tryptophan to indoIe-3-acetic acid by the blue-green alga Chlorogloea fritschii // Ibid.— 1969.— 88, N L— P. 61—66.Ahmad M. R., Winter A. The effect of weak auxins on the growth of blue-green algae//Hydrobiologia.—1970.— 36, N 2.— P. 305—316.Ahmadjan V., Reynolds J. T. Production of biologically active compounds by isolated lichenized Fungi//Science.— 1961.— 133, N 2454.— P. 700.A lam M., Chakravarti A., Ikawa M. Lipid composition of the brown alga Fucus vesiculosus H J. Phycol.— 1971.— 7, N 3.— P. 267—268.Alam M., Sansing T. B., Guerra J. R., Harmon A. D. Dinoflagellate sterols. IV. Isolation and structure of 4a, 23^, 24^-trimethylcholestanol from the dinoflagellate Glenodinium hallii // Steroids.— 1981.— 38, N 4.— P. 375—382.Albersheim P., Valent B. S., Darvill A. G. et al. Recognition between plant cells and microbes is regulated by complex carbohydrates// Intern. Cell. Biol., 1980— 1981. 2nd Intern. Congr., Berlin (West), 1980.—Berlin, 1981.—P. 749—760.Allen M. B. Excretion of organic compounds by Chlamydornonas// Arch. Microbiol.—1956.—24, N 2.— P. 163—168.Almodovar L. R. Ecological aspects of some antibiotic algae in Puerto Rico// Bot. mar.— 1964.— 6, N 1/2.— P. 143—146.Altman A. Polyamines and wounded storage tissues — inhibition of RNase activity and solute leakage H Physiol, plant.— 1982.— 54, N 2.— P. 194—198.Amann M. J., Juttner F. A rapid procedure for the isolation of an unstable Microcystis toxin with FDF-features // FEBS Microbiol. Lett.—1981.— 12. N 2.—274.Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.nahulaawewrambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.nahulaawewrambler ru275.275.276.277.276.277.278.279.278.279.280.280.281.282.281.282.283.283.284.285.284.285.P. 191—193.
Ahmad M. R. Short and long term effects of indole-3-acetic acid on the growth of Nostoc muscorum // Z. Pflanzenphysiol.— 1971.— 64, N 2.— S. 175—177.
Ahmad M. R., Winter A. Studies on the hormonal relationships of Algae in pure culture. II. The effect of potential//Planta.— 1969.— 88, N 1.— P. 16—27.
Ahmad M. R., Winter A. Studies on the hormonal relationships of algae in pure culture. III. Tryptamine is an intermediate in the conversion of tryptophan to indoIe-3-acetic acid by the blue-green alga Chlorogloea fritschii // Ibid.— 1969.— 88, N L— P. 61—66.
Ahmad M. R., Winter A. The effect of weak auxins on the growth of blue-green algae//Hydrobiologia.—1970.— 36, N 2.— P. 305—316.
Ahmadjan V., Reynolds J. T. Production of biologically active compounds by isolated lichenized Fungi//Science.— 1961.— 133, N 2454.— P. 700.
A lam M., Chakravarti A., Ikawa M. Lipid composition of the brown alga Fucus vesiculosus H J. Phycol.— 1971.— 7, N 3.— P. 267—268.
Alam M., Sansing T. B., Guerra J. R., Harmon A. D. Dinoflagellate sterols. IV. Isolation and structure of 4a, 23^, 24^-trimethylcholestanol from the dinoflagellate Glenodinium hallii // Steroids.— 1981.— 38, N 4.— P. 375—382.
Albersheim P., Valent B. S., Darvill A. G. et al. Recognition between plant cells and microbes is regulated by complex carbohydrates// Intern. Cell. Biol., 1980— 1981. 2nd Intern. Congr., Berlin (West), 1980.—Berlin, 1981.—P. 749—760.
Allen M. B. Excretion of organic compounds by Chlamydornonas// Arch. Microbiol.—1956.—24, N 2.— P. 163—168.
Almodovar L. R. Ecological aspects of some antibiotic algae in Puerto Rico// Bot. mar.— 1964.— 6, N 1/2.— P. 143—146.
Altman A. Polyamines and wounded storage tissues — inhibition of RNase activity and solute leakage H Physiol, plant.— 1982.— 54, N 2.— P. 194—198.
Amann M. J., Juttner F. A rapid procedure for the isolation of an unstable Microcystis toxin with FDF-features // FEBS Microbiol. Lett.—1981.— 12. N 2.—
274.
Ahmad M. R. Short and long term effects of indole-3-acetic acid on the growth of Nostoc muscorum // Z. Pflanzenphysiol.— 1971.— 64, N 2.— S. 175—177.
Ahmad M. R., Winter A. Studies on the hormonal relationships of Algae in pure culture. II. The effect of potential//Planta.— 1969.— 88, N 1.— P. 16—27.
Ahmad M. R., Winter A. Studies on the hormonal relationships of algae in pure culture. III. Tryptamine is an intermediate in the conversion of tryptophan to indoIe-3-acetic acid by the blue-green alga Chlorogloea fritschii // Ibid.— 1969.— 88, N L— P. 61—66.
Ahmad M. R., Winter A. The effect of weak auxins on the growth of blue-green algae//Hydrobiologia.—1970.— 36, N 2.— P. 305—316.
Ahmadjan V., Reynolds J. T. Production of biologically active compounds by isolated lichenized Fungi//Science.— 1961.— 133, N 2454.— P. 700.
A lam M., Chakravarti A., Ikawa M. Lipid composition of the brown alga Fucus vesiculosus H J. Phycol.— 1971.— 7, N 3.— P. 267—268.
Alam M., Sansing T. B., Guerra J. R., Harmon A. D. Dinoflagellate sterols. IV. Isolation and structure of 4a, 23^, 24^-trimethylcholestanol from the dinoflagellate Glenodinium hallii // Steroids.— 1981.— 38, N 4.— P. 375—382.
Albersheim P., Valent B. S., Darvill A. G. et al. Recognition between plant cells and microbes is regulated by complex carbohydrates// Intern. Cell. Biol., 1980— 1981. 2nd Intern. Congr., Berlin (West), 1980.—Berlin, 1981.—P. 749—760.
Allen M. B. Excretion of organic compounds by Chlamydornonas// Arch. Microbiol.—1956.—24, N 2.— P. 163—168.
Almodovar L. R. Ecological aspects of some antibiotic algae in Puerto Rico// Bot. mar.— 1964.— 6, N 1/2.— P. 143—146.
Altman A. Polyamines and wounded storage tissues — inhibition of RNase activity and solute leakage H Physiol, plant.— 1982.— 54, N 2.— P. 194—198.
Amann M. J., Juttner F. A rapid procedure for the isolation of an unstable Microcystis toxin with FDF-features // FEBS Microbiol. Lett.—1981.— 12. N 2.—
274.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.nahulaawewrambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-mail.nahulaawewrambler ru
275.
275.
276.
277.
276.
277.
278.
279.
278.
279.
280.
280.
281.
282.
281.
282.
283.
283.
284.
285.
284.
285.
Anderson D. M., Kulis S., Orphanos J. A., Ceurvels A. R. Distribution of the toxic dinoflagellate Gonyaulax tamarensis in the Southern New England region // Estuarine, Coast, and Shelf Sci.— 1982.— 14, N 4.— P. 447—458.
Anding C., Brandt R. D., Ourisson G. et al. Some aspects of the b iosynthesisJof phytosterols and triterpens H Proc. Roy. Soc. London B. 1972.— В 180, N 1059.— P. 115—124.
Anding C., Ourisson G. Etude des sterols durant le verdissement d’Euglena gracilis L. e’tiolic // Physiol, veget.— 1974.— 12, N 2.— P. 299—307.
Antia AL J., McAllister C. D., Parsons T. R. Further measurements of primary production using a large-volume plastic sphere II Limnol. and Oceanogr.— 1963.— 8, N 12.— P. 166.
Armstrong F. A., Boalch С. T. Ultraviolet absorption of seawater // Nature.— 1961,— 192.— P. 858—859.
Arnstein H. R.» White A. M. An effect of vitamin B12 on the biosynthesis of certain amino acids by Ochromonas malhamnesis // Biochim. et biophys. acta.— 1959.— 36, N 1.—P. 286—287.
Arnstein H. R.» White 4. M. The function of vitamin Bi2 in the metabolism of propionate by the protozoan Ochromonas malhamensis // Biochem. J.— 1962.— 83, N 2.— P. 264—270.
Arntzen C. J., Falkental S. V., Bobick S. Inhibition of photophosphorylation by kaempferol // Plant Physiol.— 1974.— 53.— P. 304—306.
Atkinson A. W., Gunning В. E., John P. C. Sporopollenin in the cell wall of Chlo- rella and other algae: ultrastucture, chemistry, and incorporation of 14C-acetate, studied in Synchronous cultures//Planta.— 1972.— 107, N 1.— P. 1—32.
Aubert M., Pesando D., Pincemin J. M. Мё diateur chimique et relations interes- peces. Mise en evidence d’un inhibiteur de synthese mёtabolique d’une diatomee produit par un peridinien (etude «in vitro») // Rev. int. oceanogr. med.— 1970.— 17,— p. 5—21.
Aubert M., Augier H., Aubert J. et al. Etude previsionnelle d’apparition d’eaux rouges // Ibid.— 1984.— 75, N 76.— P. 5—25.
Augier J. La constitution chimique de quelques Floridees Rhodomelacees П Rev. gen. bot.— 1953.— N 60.— P. 257.
286.286.287.287.288.288.289.290.291.289.290.291.292.292.293.293.294.294.295.295.Augier H. Les substances de croiss-ance chez la rhodophycee Botryocladia botrycides (Wulf.) J. Fildm.//C. r. Acad. sci. D.— 1965.—260, N 8.— P. 2304— 2306.
286.
286.
287.
287.
288.
288.
289.
290.
291.
289.
290.
291.
292.
292.
293.
293.
294.
294.
295.
295.
Augier H. L’analyse phytohormonale par couplage de la filtration mo- leculaire sur gel et des methodes chromatographiques et biochrornatographiques. Application preliminaire a 1’etude des substances de croissance des algues//Tethys.— 1970.— 2, N 4.— P. 763—782.
Augier H. Contribution a 1’etude de la repartition des phytohormones dans le thalle de la rodophycee Botryocladia botryoides (Wulf.) J. Feldm//Ibid.— 1971.— 3, N 1.—P. 183—187.
Augier H. Les phytohormones des algues. Etude biochimique // Ann. sci. natur. bot. et biol. veget.— 1974.— 15, N 1.— P. 1—64.
Augier H., Harada H. Presence d’hormones de type cytokinine dans le thalle des algues marines//C. r. Acad. sci. D.— 1972.— 275, N 16.— P. 1765—1768.
Augier H., Harada H. Contribution a 1’etude des cytokinines endogenes des algues ZZ Tethys.— 1973.—5, N L—P. 81—93.
Azzone G. F., Gutweniger H., Strinna E. et al. Anion and amine uptake and uncoupling in submitochondrial particles//Eur. J. Biochem.— 1976.— 62, N 1.— P. 77—86.
Baden D.G., Mende T. J. Amino acid utilization by Gymnod inium breve // Phytochemistry.— 1979.— 18, N 2.— P. 247—251.
Badour 8. 8., Waygood E. R. Excretion of an acid semialdehyde by Gloeomonas// Ibid.— 1971.— 10, N 5.— P. 967—976.
Bagni N., Adamo P., Serafini-Fracassini D., Villanueva V. R. RNA, proteins and polyamines during tube growth in germinating apple pollen П Plant Physiol.— 1981.— 68, N 3.— P. 727—730.
296.296.Ballantine D., Abbott В. C. Toxic marine flagellates, their occurence and physiological effect on animals//J. Gen. Microbiol.— 1957.— 16, N 1.— P. 274—
296.
296.
281.
Bandurskl R. 8.» Schulze A. Concentration of indole-3-acetic acid and its derivatives in plants//Plant Physiol.— 1977.— 60, N 2.— P. 211—213.
Barnard IV. R.» Andreae M. O., Iverson R. L. Dimethylsulfide and Phaeocystis poucheti in the Southeastern Bering Sea // Contin. Shelf Res.— 1984.— 3, N 2.— P. 103—113.
Bednar T. IV., Holm-Hansen O. Biotin liberation by the lichen alga Coccomyxa sp. and by Chlorella pyrenoidosa//Plant and Cell. Physiol., 1964.— 5, N 3.—
301.302.303.301.302.303.P. 297—303.
301.
302.
303.
301.
302.
303.
Ben-Amotz A., Avron M. Glycerol and p-carotene metabolism in the halotolerant alga Dunaliella: a model system for biosolar energy conversion // Trends Biochem. Sci.— 19 81.— 6, N IL—P. 297—299.
Bendana F. E., Fried M. Stimulatory effects of gibberellins on the growth of Chlo- rella pyrenoidosa (Chick.) // Life Sci.— 1967.— 6, N 10.— P. 1023—1033.
Bentley J. A. Role of plant hormones in algal metabolism and ecology // Nature. — 1958.— 181, N 4622.— P. 1499—1502.
Bentley-Mowat J. Д. Do plant growth substances affect the development and ecology of unicellular algae //Wiss. Z. Univ. Rostock. Math.— naturwiss. R.— 1967.— 16, N 4/5.—S. 445—449.
304.304.Bentley-Mowat J. A., Reid S. M. Investigation of the radisch leaf bioassay for kinetins and demonstration of kinetinlike substances in algae И Ann. Bot.—
304.
304.
.— 32, N 125.— P. 23—32.
305.305.Berge G. Discaloration of the sea due to Coccolithus huxleyi «bloom» // Sarsia.— 1962.— 6.—P. 27—40.
305.
305.
Berglund H. Stimulation of growth of two marine green algae by organic substances excreted by Enteromorpha Hnza in unialgal and axenic cultures// Physiol, plant.—
.— 22, N 5.— P. 1069—1073.
Berkaloff C., Kader J. C. Variations of the lipid composition during the formation of cysts in the green alga Protosiphon botryoides // Phytochemistry.— 1975.— 14, N 11.— P. 2353—2355.
Berlin J., Barz IV. Stoffwechsel von Isoflavonen und Cumostanen in Zell- und Callussuspensionskulturen von Phaseolus aureus Roeb. // Planta.— 1971.— 98.— P. 300—314.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:Dahutaawe(®rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:Dahutaawe(®rambler.ruBetz J. M., Blogoslawski W. J. Toxicity of Gonyaulax tamarensis var. excavata cells to the brine shrimp Arternia salina L. // J. Pharm. ScL— 1982,— 61, N 4.— P. 463—465.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:Dahutaawe(®rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:Dahutaawe(®rambler.ru
Billmire E*, Aaronson S. The secretion of lipids by the freshwater phytoflagel late Ochromonas danica//Limnol. and Oceanogr.— 1976.—21, N 1.— P. 138—140, 311. Bjornland T., Aguilar-Martnez M. Carotenoids in red algae// Phytochemistry.— 1976.— 15, N 2.— P. 291—296.
Boney A. D, The Effects of coumarin on the growth and viability of sporelings of red algae//Planta.— 1967.— 76, N 2.—P. 114—123.
Botes D., Viljoen С. C., Wessels P. L., Williams D. H. The structure of an hepa- totoxin from the blue-green alga Microcystis aeruginosa H 13th Intern. Symp. Chern. Natur. Prod., Pretoria, 2—6 Aug., 1982, Abstrs., s. 1, 1982. A 38.
Brattsten L. B. Cytochrome P450 involvement in the interactions between plant terpenes and insect herbivores//Plant resist, insects, symp. 183rd Meet. Amer. Chern. Soc., Las Vegas, Nev., 28 March — 2 Apr., 1982.— Washington, D. c., 1983.—P. 173—195.
Brower L. P. Plant poisons in a terrestriel food chain and implications for mimicry theory//Biochem. Coevolut. Proc. 29th annu. Biol. Collog., 1968.—Corvallis, Ore, 1970.— P. 69—82.
Brown F., Cuthbertson W. F. J., FoggG. E. Vitamin B12 activity of Chlorella vulgaris Beij. and Anabaena cylindrica Lemm. И Nature.— 1956.— 177, N 4500.— P. 188.
Brown W. L., Eisner T., Whittaker R. H. Allomones and kairomones: transspecific chemical messengers//Bioscience.— 1970.— 20, N 1.—P. 21—22.
Bruin W. J., Nelson E. В.» Tolbert N. E, Glycolate pathway in green algae H Plant Physiol.— 1970.—46, N 3.—P. 386—391.
Bruni A., Lamonica G. Cultura massiva di algue. Nota V. Sulla presenza di un fat- tore ostacolante la produzione di pigmento (APF) di Serratia marcescens in estratti di Scenedesmus quadricauda H Atti Soc. Pelorit Sci. fis., mat. e. natur.— 1962.— 8, N 1/2.—P. 225—233.
Buczek J., Kubik-Dobosz G., Tatkowska E. The influence of gibberellic acid and kinetin on the growth of Scenedesmus quadricauda (Turp.) Breb. П Acta Soc. bot. pol.— 1975.—44, N 3.—P. 415—421.
Buggeln R. G. Auxin an endogenous regulator of growth in algae// J. Phycol.— 1976.— 12, N 3.— P. 355—358.
Buggeln R. G., Craigie J. S. Evaluation of evidence for the presence of indole-3- acetic acid in marine algae//Planta.— 1971.— 97, N 2.—P. 173—178.
BurczykJ. .Designation of high-molecular substances accumulating in the medium during the growth of Scenedesmus obliquus H Folia biol. (Pol.).— 1968.— 16, N L—P. 55—56.
Burreson B. J., Woolard F. X., Moore R. E. Evidence for the biogenesis of halogenated myrcenes from the red alga Chondrococcus hornemanni U Chern. Lett.— 1975.—N 11.—P. 1111—1114.
Byerrum R. U., Benson A. A. Effect of ammonia on photosynthetic rate and photo- synthate release by Amphidinium carterae (Dinophyceae) // J. Phycol.— 1975.— П, N 4.— P. 449—452.
Cameron A '. M. Toxicity phenomena in coral reef waters//Proc. Lnd. Intern. Symp. Coral Reefs.— Vol. 1.—Brisbane, 1974.— P. 513—518.
Cane D. E., Iyengar R. Conversion of farnesyl and nerolidyl pyrophosphate to cyclonerodiol by a cell-free extract from Gibberella fujukuroi// J. Amer. Chem. Soc.— 1978.— 100, N 10.— P. 3256—3258.
Carr N. G, The occurence of poly-P-hy dr oxy butyrate in the blue-green alga Chlorogloea fritschii // Biochim. et biophys. acta.— 1966.— 120, N 2.— P. 308—310.
Carr N. G., Halloway M. Quinones of some blue-green algae // Biochem. chloroplasts.— London — New York: Acad. Press., 1966.— Vol. 1.— P. 159—163.
Cargile N. L., Edwards H. N., Me Chesney J. D. Sterols of Porphyridium (Rhodo- phyta)//J. Phycol.— 1975.— 11, N 4.—P. 457—462.
Carlucci A. F., Bowes P. M. Production of vitamin B12, thiamine and biotin by phytoplankton// Ibid.— 1970.— 6, N 4.— P. 351—357.
Carmichael W. W., Bent P. E. Hemagglutination method for detection of fresh-
water cyanobacteria (blue-green Algae) toxins // Appl. and Environ. Microbiol.— 1981.—41, N6.-P. 1383—1388.
Cassie V. Non-toxic blooms of Prorocentrum) micans (Dinophyceae) in the Karamea Bight.//N. Z. J. Mar. and Freshwater Res.— 1981.— 15, N 2.— P. 181—184.
Chandra R., Joshi H. C., Misra U. K. Interaction of putrescine and vitamin A on hepatic mitochondrial lipids of rat П Intern. J. Vitam. and Nutr. Res.— 1982.— 52, N L— P. 60—62.
Chesters C., Scorr J. The production of antibiotic substances by seaweeds П Proc. Lnd. Intern. Seaweed. Symp., Trondheim, 1955.—London : Pergamon Press, 1956,—P. 49—54.
Chmiel A. Dlaczego drobnoustroje produkuja antybiotyki//Post. mikrobioL— 1982,—21, N3/4.-P. 211—234.
Chorin-Kirsh L., Mayer A. M. Induction of phototaxis in Chlamydomonas snowiae by indolyl-3-acetic acid and ethylenediamine tetraacetic acid H Nature (Engl.).— 1964.— 203, N 4949.— P. 1085—1086.
Christoph G. Photophosphorylation by chloroplasts: effects of low concentrations of ammonia and methylamine // Z. Naturforsch.— 1982.— 37, N 3/4.— S. 242— 250
Chromek J., Rupee J., Mladek M., Marvan P. A study of respiration of the alga Scenedesmus quadricauda in batch conditions under influence of N, N-dimethyl- formamide and dimethylamine// Arch. Hydrobiol.— 1983.— 63, N 4.— P. 441— 460..
Clemenson H. Untersuchungen zur Folsaure — Ausscheidung durch Nannochloris schopferi Pringsheim und chlorocloster engadinensis vischer // Arch. MikrobioL— 1965.—51, N 3.—S. 213—232.t„
Cochetiere-Collinet M. F. De La Studies on volatile metabolites of some potentially pathogenic Bacillus species, using automated headspace gas chromatography П J. Chromatogr.— Biomed. Appl.— 1984.— 305, 1.— P. 178—182.
Cohen G. Algues toxiques ou indesirables П La nature. — 1956. — N. 3256.— P. 315—318.L.
Collier A., Wilson W. B., Borkowski M. Responses of Gymnodinium breve Davis to natural waters of diferse origin // J - Phy col.— 1969.— 5, N 2. — P. 168— 172.
ColHnc R. P., Kalnins K. Sterols producted by Cryptomonas ovata var. palustris // Can. J. Microbion.— 1968.— 14, N 8.— P. 837—839.
Conover J. T., Sieburth J. Me. N. Effect of Sargassum distribution on its epibiota and antibacterial activity//Bot. mar.— 1964.— 6, N 1/2.— P. 147—157/
Conover J., Sieburth J. Effects of tannins excreted from Phaeophyta on planktonic animal survival in tide poots//Proc. Intern. Seaweed. Symp., Halifax, 1965.— Oxford ; Pergamon Press., 1966.— P. 99—100.
Conrad FL, Saltman P., Eppley R. Effects of auxin and gibberellic acid on growth of Ulothrix//Nature (Engl.).— 1959.— 184, N 4685.— P. 556—557.
Conrad K., Conrad J. Ober geschlechtsgebundene Unterschiede im Auxingehalt und im Vergilben der Rezeptakeln von Fucus vesiculosus // Flora A.— 1968.— 159, N 1.—P. 77—81., , ±
Cooper S. F., Battat A., Marsot P. et al. Identification of antibacterial fatty acids from Phaeodactylum tricornutum grown in dialysis culture И Microbios.— 1985.— 42, N 161.—P. 27—36.
Craigie J. S., Me Lachlan J. Excretion of colored ultraviolet — absorbing substances by marine algae// Can. J. Bot.— 1964.— 42, N 1.— P. 23—33.
351 Craigie J., Gruenic D. Bromphenols from red algae // Science.— 1967.— 157, N 3792.—P. 461—465.
Craeh P. V. Distribution des acides citrique, malique et ascorbique dans differents tissus des alques marines//Botaniste.— 1960.— 43, N 1/6.— P. 169—183.
Cristofalo V. J., Kornreich L. D., Ronkin R. R. Chlamydomonas: coloured excretion products// Science.— 1962.— N 138.— P. 91—96.
Crotbeck G., Vance B. D. Endogenous levels of indole-3-acetic acid in synchronous cultures of Chlorella pyrenoidosa//J. Phycol.— 1972.— 8, N 3.— P. 272—275.
Czeczuge B. The carotenoids of Draparnaldia baicalensis Meyer and Zoochlorella sp. a symbiont of the sponge Lubomirska baicalensis Dyb. from the Baikal lake II Bull. Acad. pol. sci. Ser. sci. biol.— 1974.— 22, N 2.— P. 91—94.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007. e-mail.Dahutaawe®rambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007. e-mail.Dahutaawe®rambler ruCzygan F. C. Untersuchungen uber die Bedeutung der Biosynthese von Sekun- dar-Carotinoiden als Artmerkmal bei Grunalgen // Arch. Mikrobiol.— 1970.— 74, N L— S. 77—81.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007. e-mail.Dahutaawe®rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007. e-mail.Dahutaawe®rambler ru
Dagley S., Evans W. C., Ribbons D. W. New pathways in the oxidative metabolism of aromatic compounds by micro-organisms // Nature.— 1960.— 188, N 4750.— P. 88—91.
Dahabrah N. 8., Wrigglesworth J. M. Dimethyl sulphoxide inhibits electron transfer to haem a3 from haem a and its associated copper in cytochrome c oxidase // Biochem. Soc. Trans.— 1984.— 12, N 3.— P. 456—466.
Dale B., Yentsch С. M., Hurst J. W. Toxicity in resting cysts of the red tide dinoflagellate Goniaulax excavata from olceper water coastral sediments// Science.— 1978.— 201, N 4362.— P. 1223—1224.
Darden W. H. Production of a male-inducing hormone by a parthenosphoric Volvox aureus//J. Protozool.— 1968,— 15, N 3.—P. 412—414.
Darken A. Production of vitamin B12 by microorganisms and its occurrence in plant tissues//Bot. Rev.— 1953.— 29, N 2.— P. 99—130.
Das R. N. The effect of gibberellic acid on two species of Microspora Thuret. H J. Indian Bot. Soc.— 1975.— 54, N 1/2.—P. 58—62.
Davis B. D. Intermediates in amino acid biosynthesis, advances// Enzymologia.— 1955.— 16, N 247.— P. 83—87.
Davis C. A preliminary report on the effects of indo 1 acetic acid and gibberellic acid upon the growth of planktonic algae under semi-field conditions II Verb. Intern. Ver. theor. und angew. Limnol.— 1964.— 15, N 2.— S. 811—815.
Davies P. J. Current theories on the mode of action of auxin // Bot. Rev.— 1973.— 39, N 2.— P. 139—171.
Dawes C. J. Indole-3-acetic acid in the green algal coenocyte Caulerpa prolifera (Chlorophyceae, Siphonales)//Phycologia.— 1971.— 10, N 4.— P. 375—379.
De Gero J. B. Vitamines des algues pheophycees et rhodophycees de la cote — atlan- tique du Maroc П Bull. Inst, peches. marit. Maroc.— 1962.— 8. — P. 29—35.
Degens E., Kempe S., Ittekkot V. Monitoring carbon in wored rivers I I Environment (USA).— 1984.— 26, N 9,— P. 29—33.
De Napoli L., Magno 8.» Mayol L. et al. Sterol composition of some mediterranean green algae//Phytochemistry.— 1982.— 21, N 8.— P. 1993—1994.
Denffer D. V., Hustede H. Wuchsstoffbedingte Umstimmung von der sexuellen zur vegetativen Entwicklung bei Vaucheria sessilis П Flora B.— 1955.— 142, N 3.— S. 489—492.
Denizot M. L’importance des algues marines microscopiques// Ann. Soc. hort. et hist, natur. «Heraut».— 1977.— 117, N 3/4.— P. 75—78.
Dentice di Accadia F., Gribanovski-Sassu 0., Lozano R. N. Blushing effect of some carbohydrates on the green alga Dictyococcus cinnabarinus// Experientia.— 1968.—24, N 11.—P. 1177—1179.
373—374. Dif D., Largeau C., Casadeoall E. et al. Effect of physiological state on hydrocarbon production via the alga Botryococcus braunii II Sol. World. Forum. Proc. Intern. Sol. Energy. Soc. Sonor., Brighton, 23—25 Aug. 1981.— Oxford, 1982.— Vol. 2.—P. 1263—1267.
Donnelly P. V., Burclew M. A., Overstreet R. A. Amino acids and organic nitrogen content in Florida gulf coast waters and in artificial cultures of marine algae// Profess. Papers. Sev. Fla. State Board Conservat.— 1967.— N 9.— P. 90— 97.
Dooren de J. L. E. den. Dark and light metabolism of amine acids in Chlorella vulgaris// Antonie van heeuwenhock. J. Microbiol, and Serol.— 1967.— 33, N 2.— P. 166—170.
Dorfling P., Dummler W., Mucke D. Bedeutung der Citronensaure und an derer Sauren des Tricarbonsaurecyklus fiir das Wachstum und die Pigmentbildung der ein- zelligen Alge Poteriochromonas stipitata H Z. allg. Mikrobiol.— 1971.— 11, N 2.— S. 163—167.
Doyle P. J., Patterson G. W. Sterols of some Chesapeake Bay algae// Comp. Biochem. and Physiol.— 1972.— 41, N 2.— P. 355—358.
Doyle P. J., Patterson G. W., Dutky 8. R., Thompson M. J. Triparanol inhibition of sterol biosynthesis in Chlorella emersonii//Phytochemistry.— 1972.— 11, N 6.— P. 1951—1960.
Droop M. R. Cobalamin requirement in Chrysophyceae//Nature.— 1954.— 174, N 4428.—P. 520—521.
Droop M. R. Vitamin B12 and marine ecology: the response of Monochrysis lutheri // J. Mar. Biol. Assoc. U. K.— 1961.— 41, N 1.— P. 69—76.
Droop M. R.» Daisley К. IV. Vitamin B12 in marine ecology// Nature.— 1957.— 180, N 4594.— P. 1041—1043.
Droop M. R., Me Gill S. The carbon nutrition of some algae: the inability to utilize glycolic acid for growth // J. Mar. Biol. Assoc. U. K-— 1966.— 46, N 3.— P. 679— 684.
Drucker D. B., Tavakkol A. Chromatographic analysis of volatile end-products of gram positive bacteria//J. Appl.Bacterio!.— 1983.— 55, N 3.— P. 19—
23.
Dubash P. J., Rege D. V. Chlorophyll formation in Euglena gracilis var. bacilla- ris i interference by vitamin analogues// J. Gen. Microbiol.— 1968.— 51, N 1.— P. 127—135.
Duff D. С. B., Bruce D. L., Antia N. V. The antibacterial activity of marine planktonic algae//Can. J. Microbiol.— 1966.— 12, N 5.— P. 877—884.
Duperon R., Thiersault M., Duperon P. Presence de glycosides steroliques et de glycosides steroliques acyles dans le thalle de Ulva gigantea (Kiitzing) — Eliding (Chlorophycees)//C. r. Acad. sci. Ser. 3.— 1981.— 293, N 8.—P. 423—425.
Dvofdkovd-Hladkd J. Utilization of organic substrates during mixotrophic and heterotrophic cultivation of algae//Biol, plant. Acad. sci. bohemosl.— 1966.— 8, N 5.— P. 354—361.
Easley E. IV. Effect of vitamin B12 on motility and palmella formation in a marine flagellate under biothermal streess// Nature (Engl.).— 1969,— 221, N 5186.— P. 1170—1171.
Ellis В. E. Degradation of aromatic compounds in plants П Lloydia.— 1974.— N 37.— P. 168—184.
Ely T. H., Darden IV. H. Concentration and purification of the male-inducing substances from Volvox aureus//Microbios.— 1972.— 5, N 17.— P. 51—56.
Engelsma G. The influence of light of different spectral regions on the synthesis of phenolic compounds in gherkin seedlings in relation to photomorphogenesis. III. Hydroxylation of cinnamic acid// Acta bot. neerl.— 1966.— 15, N 2.— P. 91— 95.
Epstein S. S., Weiss J. B., Causeley D., Bush P. Influence of vitamin B12 on the size and growth of Euglena gracilis H Z. Protozool.— 1962.— 3. — S. 336—339.
Erwin J., Block K. The a-linolenic acid content of some photosynthetic microorga nisms // Biochem. and Biophys. Res. Communs.— 1962.— 9, N 1/2.— P. ЮЗ- 108.
Euans IV. K., Sorokin C. Studies of the effect of gibberellic acid on algal growth Л Life Sci.— 1971.— Pt 2.— 10, N 21.— P. 1227—1235.
Falcao P. J, Studies on cultures of marine phytoplankton II. Dinoflagellate Exu viella baltica Lohm. with reference to a «red tide» occurred in the coast of Angola / Mem. Inst, invest, cient Mozambique.— 1967—1968.— A9.— P. 185—247.
Fenical W. Halogenation in the Rhodophyta//J. Phycol.— 1975. — 11, N 3.— P. 245—259.
Fiedler P. C. Zooplankton avoidance and reduced grazing responses to Gymnodi- nium splendens (Dinophyceae)//Limnol. and Oceanogr.— 1982.— 27, N 5.— P. 961—965.
Fink H., Herald E. Ober die biologische Eiweifiqualitat von einzelligen Algen П Naturwissenschaften.— 1955.— 42, N 18.— P. 516.
Fink H., Herald E., Lundin H. Uber den Vitamin B12- Gehalt und den Vitamin E-Gehalt der einzelligen Grunalge Scenedesmus obliquus // Z. Naturforsch.— 1958.— 136, N 9.— S. 505—610.
Fisher R, W., Wolk С. P. Substance stimulating the differentiation of spores of the blue-green alga Cylindrospermum licheniforme И Nature.— 1976.— 259, N 5542.— P. 394—395.
Fisher N. S., Cowdell R. A. Growth of marine planktonic diatoms on inorganic and organic nitrogen П Mar. Biol.— 1982.— 72, N 2.— P. 147—155.
Fogg G. E. Extracellular products of algae in freshwater // Arch. Hydroblol.— 1971.— 5, N L— P. 36—39.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaqwe(%rambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaqwe(%rambler ruFogg G. E. The ecological significance of extracellular products of phytoplankton photosynthesis//Bot. mar.— 1983.— 26, N 1.— P. 3—14.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaqwe(%rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaqwe(%rambler ru
Fogg G. E., Boalch G. T. Extracellular products in pure cultures of a brown alga// Nature.— 1968.— 191, N 4611.—P. 789.
Fogg G. E„ Collyer D. M. The accumulation of fats as a characteristic of certain classes of algae H Rapp, et communs. Huitieme congr. intern, bot.— Paris, 1954.— Scet. 17,— P. 28.
Ford J. E., Goulden J. D. S. The influence of vitamin B12 on growth rate and cell composition of the flagellate Ochromonas malhamensis // J. Gen. Microbiol.— 1959.— 20, N 2.— P. 267—276.
Forster H„ Wiese L., Braunitzer G. Uber das agglutinierend wirkende Gynogamon von Chlamydomonas eugametos // Z. Naturforsch.— 1956.— 116, N 6.— S. 315— 317.
Fosetani N., Ozawa C., Hashimoto Y. Fatty acids as ichtyotoxic constituents of a green alga Chaetomorpha minima// Bull. Jap. Soc. Sci. Fish.— 1976.— 42, N 8.— P. 941.
Fowden L. К comparison of the compositions of some algal proteins // Ann. Bot.— 1954.- 18, N7L—P. 257—266.
Fries L. Growth Stimulating effects of the Bromophenol Lanosol, on Red Algae in Axenic Culture H Experientia.— 1973.— 29, N 11.— P. 1317—1452.
Fries L. Growth stimulation of axenic red algae by simple phenolic compounds// J. Exper. Mar. Biol, and Ecol.— 1974.— 15, N 1.— P. 1—9.
Fries L. Phenylacetic acids, native growth regulators in seaweeds//J. Phycol.— 1977.— 13, N 2.— P. 23.
Fries N., Flodin K-, Bjurman J„ Parsby J, Influence of volatile aldehydes and terpenoids on the transpiration of wheat П Naturwissenschaften.— 1974.— 61, N 10.—- S. 452—453.
Furuya K. Biochemical studies on calcareous algae. IL Organic acids of some calcareous red algae// Bot. Mag., Tokyo.— 1965.— 78.— P. 274—279.
Furuya M., Galston A. W., Stowe В. B. Isolation from peas of cofactors a. inhibitors of indolyl-3-acetic acid oxidase// Nature.— 1962.— 193, N 4814.— P. 756— 760.
Galbraith M. H., Hillen L. W., Wake'L. V. Darwinene: a branched hydrocarbon from a green form of Botryococcus braunii П Phytochemistry.— 1983.— 22, N 6.— P. 1441—1443.
Galston A. Polyamines as modulators of plant development//Bio-Science.— 1983.— 33, N 6.— P. 382—388.
Gamborg 0. L. Aromatic metabolism in plants. IV. The interconversion oi shikimic acid and guinic acid by enzymes from plant cell cultures П Phytochemistry.— 1967.— 6, N 8.—P. 125—128.
Gangemi G. Apparizione di «acque rosse» a volvocales sul litorale del Goifo di Patti (Messina) Riassunto)//Rev. inter, oceanogr. med.— 1971.— N 24.— P. 149—150.
Garay A. L, Sagi F. Effect of UV-radiation of the auxin-auxioxidase-phenol complex a. on the sensibility of plant tiessues to indoleacetic acid// Physiol, plant.— 1962. — 15, Nl. — P. 42—46.
Gerdes G. Changes in the anevrin content of algae // Arch. Microbiol.— 1951.— 16, N к—P. 53—77.
Gilbert R. J. Indicator organisms and fish and shellfish poisoning// Autonie van Leeuwenhoek.— 1982.— 48, N 6.— P. 623—625.
Gleason F. K., Paulson J. L. Site of action of the natural algicide, cyanobacterin, in the blue-green alga, Synechococcus sp. M Arch. Microbiol.— 1984.— 138, N 3.— P. 273—277.
Glombitza K*-W. Antibiotics from algae//J. Phycol.— 1977.— 13, N 2.— P. 24—28.
Glombitza K.-W. Highly hydroxylated phenols of the Phaeophyceae// Mar. Natur. Prod. Chern.— New York; London, 1977.— P. 191—204.
Glombitza K. W., Stoffelen H. 2,3-Dibrom-5-hydroxybenzyl-l ,4-disulfat(dikalium- salz) aus Rhodomelaceen П Planta med.— 1972.— 22, N 4.— P. 392—395.
Glombitza K. W., Rosener H. U., Vilter H., Rauwald W. Antibiotica aus Algen.
Mitt. Phloroglucin aus Braunalgen // Ibid.— 1973.— 24, N 4.— P. 301—303.
Glombitza К. W., Stoffelen H., Murawski U. et al. Antibiotica aus Algen // Ibid.— 1974.—25, N 1.—P. 105—114.
Glombitza K. W., Rauwald H. W., Eckhardt G. Fucophlorethole, Polyhydroxyoli- gophenylather aus Fucus vesiculosus// Ibid.— 1977.— 32, N 1.— P. 33—45.
Glombitza K. IF., Geisler G., Eckhardt G. Pol у hydroxy phenyl ethers from Phaeophy- cea Halidrys siliquosa//Bot. mar.— 1980.— 23, N 12.— P. 735—740.
Glombitza K. W., Schnabel C., Koch M. Antibiotica aus Algen, 27. Mitt. Nieder- molekular Phlorotannine der Braunalge Cystoseira baccata (Gmelin) Silva, Teil И Arch. Pharm.— 1981.—314, N 7.—S. 602—608.
Glover H. E. Methylamine, an inhibitor of ammonium oxidation and chemoauto- trophic growth in the marine nitrifying bacterium Nitrosoccus oceanus // Arch. Microbiol.— 1982.— 132, N 1.—P. 37—40.
Goad L. J. How is sterol synthesis regulated in higher plants? // Biochem. Soc. Trans.— 1983.— 11, N 5.— P. 548—552.
Gonzalez A. G., Alvarez M. A., Martin J. D. et al. Diterpenoids of mixed biogenesis in phaeophyta biogenetic — typa interconversions//Tetrahedron.— 1982.— 38, N 5.— P. 719—728.
Gonzdlez A. E., Martin J. D., Martin V. S. et al. Non-terpenoid C = 15 metabolites from the red seaweed Laurencia pinnatifida // Ibid.— 1982.— 38, N 7.—
P. 1009—1014.
Gorham P. Laboratory studies on the toxins produced by waterblooms of bluegreen algae// Amer. J. Publ. Health.— 1962.— 52, N 12.— P. 2100.
Gorham P. R. Toxic algae// Algae and Man.— D. F. Jackson: New York, 1964.—
P. 307—336.
Gorham P. R., Simpson E. T., Bishop E. T. et al. Toxic waterblooms of blue— green algae H Proc. 9th Intern. Bot. Congr.— 2, 1959.— P. 137.
440.440.Gorham P. R., Me Lachlan J., Hammer U. T., Kim W. K. Isolation and culture of toxic strains of Anabaena flos-aquae (Lynb.) de Breb. // Verb. Intern. Ver. theor. und angew. Limnol.— 1964.— 15, N 2.— P. 796—803.
440.
440.
441.442.441.442.Gordon S. A., Paleg L. G. Form-action of auxin from tryptophan through action of polyphenols //Plant Physiol.— 1961.— 36, N 6.— P. 838—845.
441.
442.
441.
442.
Goren R., Palavan N., Flores H., Galston A. W. Changes in polyamine titer in etiolated pea seedlings following red light treatment//Plant and Cell Physiol.— 1982.—23, N 1.—P. 19—26.
443.443.Goulding К. H., Merrett M. J. The role of glycoIlic acid in the photoassimilation of acetate by Chlorella pyrenoidosa//J. Exper. Bot.— 1967.— 18, N 57.—
443.
443.
P. 620—630. "
Grabow IF. О. K-, Du Randt W. C., Prozesky O. IF., Scott W. E. Microcystis aeruginosa Toxin: Cell culture toxicity, hemolysis and mutagenicity assays // AppL and Environ. Microbiol.— 1982.— 43, N 6.— P. 1425—1433.
Grant 1. F., Alexander M. Grazing of blue-green algae (Cyanobacteria) in flooded soild by Cypris sp. (Ostracoda)//Soil. Sci. Soc. Amer. J.— 1981.— 45, N 4.— P. 773—777.
Grant G. A., Hughes E. Development of toxicity in blue-green algae // Can. J. Publ. Health.— 1953.— 44, N 9.— P. 334—339.
Greef J. A. Changes induced by coumarin and trans-cinnamic acid in desoxyribonucleic acid (DVA) content and growth of pea roots (Pisum sativum cultivar rondo) // Enzymologia.— 1964.— 27. — P. 311.
447a. Gregson R. P., Marwood J. F., Quinn R. J. The occurrence of prostaglandins PGE2 and PGF2a in a plant — the red alga Gracilaria lichenoides // Tetrahedron Lett.— 1979.— N 46.— P. 4505—4506.
Griffiths D. J. The oxidative assimilation of organic substrates by algae//Sci. Progr.— 1965.— 53, N 212.— P. 553—566.
Grotbeck L., Vance B. D. Endogenous levels of indole-3-acetic acid in synchronous cultures of Chlorella pyrenoidosa//J. Phycol.— 1972.— 8, N 3.— P. 272—275.
Guehler P. F., Dodson R. M., Tsuchiya H. M. Transformation of steroids with Chlorella pyrenoidosa // Proc. Nat. Acad. Sci., USA.— 1962.— 48, N 4.— P. 377— 379.
Guillard R. R. L., Hellebust J. A. Growth and the production of extracellular substances by two strains of Phaeocystis poucheti // J. Phycol.— 1971.— 7, N 4.— P. 330—338.
Gupta A. B., Agarwal P. R. Extraction, isolation and biossay of a gibberellin like substance from Phormidium foveolarum // Ann. Bot.— 1973.— 37 N 152 P. 737—741.
453.454.455.456.457.458.459.453.454.455.456.457.458.459.460.461,462.463.464.465.460.461,462.463.464.465.Hagene P. Sur les variations de la teneur en acide ascorbique de quelques phaeophy- cees sous Taction de divers facteurs, specialement de Thydratation//C. r. Acad, sci.— 1959.—248, N 4,—P. 579—582.
453.
454.
455.
456.
457.
458.
459.
453.
454.
455.
456.
457.
458.
459.
460.
461,
462.
463.
464.
465.
460.
461,
462.
463.
464.
465.
Hager L. P. Mother nature likes some halogenated compounds // Genet. Eng. Microorganisms Chern.: Proc. Symp., Champaign—Urbana, 26—29, May, 1981.— New York; London, 1982.— P. 415—428.
Halfen L. N., Francis G. W. The influence of culture temperature on the carotenoid composition of the blue-green alga Anacystis nidulans// Arch. Microbiol.— 1972.— 81, N 1.—P. 23—35.
Hammer K. D., Eberlein K. Parallel experiments with Thalassiosira rotula in outdoor plastic tanks: development of dissolved free amino acids during an algae bloom П Mar. Chern.— 1981.— 10, N 6.— P. 533—544.
Hanisak M. D. Effect of indole-3-acetic acid en growth of Codium fragile sub sp. tomentosoides (Chlorophyceae) in culture//J. Phycol.— 1979.— 15, N 2.— P. 124—127.
Hanks IF. Observations on «milky water» in Chesapeake Bay // Chesapeake Sci.— 1966.— 7, N 3.—P. 175—176.
Harborne J. B. Plant phenolics H Secondary Plant Prod,— Berlin, 1980.— P. 329—402.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007. e-mail.nahutaawe@rambler nrScanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007. e-mail.nahutaawe@rambler nrHardy J. T. The sea surface microlayer: biology, chemistry and anthropogenic enrichment H Progr. Oceanogr.— 1982.— 11, N 4.— P. 307—328.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007. e-mail.nahutaawe@rambler nr
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007. e-mail.nahutaawe@rambler nr
Harris D. O., Parekh M. C. Further observations on an algicide produced by Pan- dorina morum, a colonial green flagellate//Microbios.— 1974.— 9, N 36.— P. 259—265.
Hartmann T., Aufermann B. Zur physiologic der Aminbildung bei der marinen rotalge Polysiphonia urceolata//Mar. Biol.— 1973.— 21, N 1.— S. 70—74.
Haug A., Larsen B. Phenolic compounds in brown algae// Acta chem. Scand.— 1958.— 12.— P. 650—657.
Haug A., Larsen B. Biosynthesis of algal polysaccharides H Plant carbohydrate Biochem : Proc. Phvtochem. Soc. Symp.; Edinburg, 1973.— London : New York, 1974.— P. 207—218.
Hayward J. Studies on the growth of Phaeodactylum tricornutum (Bohlin). 1. The effect of certain organic nitrogenous substances on growth//Physiol, plant.— 1965.— 18, N L—P. 201—207.
Hellebust J. A. Extracellular products// Algal. Physiol, and Biochem.—Oxford 1974.—P. 838—863.
Helmy F. M., Hack M. H., Yaeger R. G. Comparative lipid biochemistry. VI. Lipids of green and etiolated Euglena gracilis and of Blastocrithidia culicis // Compar. Biochem. and Physiol.— 1967.— 23, N 2.— P. 565—567.
Henderson J. H., Nitsch J. P. Effect of certaur acids on the elongation of Avena first internodes in the presence of auxins and tryptophan // Nature.— 1962.— N. 195.— P. 484.
Henning M., Kohl J. G. Toxic blue-green algae water blooms found in some lakes in the German Democratic Republic // Intern. Rev. gesamt. Hydrobiol.— 1981.— 66, N 4.— P. 553—561.
Henriksson E. Studies in the physiology of the Lichem collema. 4. The occurrence of polysaccharides and some vitamins outside the cells of the phycobiont Nostoc sp. // Physiol, plant.— 1961.— 14, N 4 — P. 813—817.
Herald P. J., Davidson P. M. Antibacterial activity of selected hydroxycinnamic acids//J. Food. Sci.—1983.— 48, N 4.—P. 1378—1379.
Higa T. Occureence of taurobetaine in the green algae Caulerpa species 11 Bulk Coll. Sci. Univ. Rynkyus.— 1982.— 33, — P. 75—79.
Hoc S. Blaualgen unterdriicken das Diatomeenwachstum M Mikrokosmos.— 1980.— 69, N 11.—S. 360—362.
Hodgkin J., Craigie J., McInnes A. The occurence of 2,3-dibromobenzylalcogoI-4,5- disulfate dipotassium salt in Polysiphonia lanosa// Can. J. Chem.— 1966.— 44, N L— P. 74—78.
Hoffmann P. Kurze Originalmittelungen Kinetinbedingte Verzogerung des lich-
tinduzierten chlorophyllabbaus bei der Grunalge Monostroma balticum (Aresch.) H Biol. Rundsch.— 1969,— 7, N 2.— S. 72—73.
Hoffmann P., Rathsack R. Zur Cytokinin-Wirkung bei Blaualgen // Biochem. und Physiol.—Pflanz.— 1970.— 161, N 1.— S. 95—96.
Hofsten A. V., Pedersen M. Bromine location in the red alga Odonthalia dentata fl Z. Pflanzenphysiok— 1980.— 96, N 2.— S. 115—122.
Hogberg H. E., Thomson R. H., King T. J. The Cymopols a group of prenyla- ted bromohydroquinones from the green calcareous alga Cymopolia barbata// J. C. S. Perkin I. — 1976.— 16,— P. 1696—1701.
Hollande A., Enjumet M. Sur une invasion des eaux dup port d’Alger par Chatto- nella subsalsa (Hornellia marina Sub.) Biecheler. Remarques sur la toxicity de cette Chloromonadine // Bull. trav. stat, aquic. et peche Castigliene.— 1956 (1957).—8.—P. 271—280.
Hornsey L S., Hide D. The production of antimicrobial compunds by Britisch marine algae. II. Seasonal variation in production of antibiotics//Brit. Phycol. J.— 1976.— 11, N 1.— P. 63—67.
Hosmani S. P. Effect of extract of Microcystis aeruginosa on the growth of Chlorella vulgaris//Beitr. Biol. Pflanz.— 1975.— 51, N 3.—S. 321—324.
Hughes E. О.» Gorham P. R., Zehnder A. Toxicity of a unialgal culture of Microcystis aeruginosa//Can. J. Microbiol.— 1958.— 4, N 3.— P. 225—236.
482a. Hunkovd Z., Fenci A. Toxic effects of fatty acids on yeast cell: possible mechanisms of action // Biotechnol. and Bioeng. Symp.— 1978.— 20, N 8.— P. 1235—
1247.
Hussain A., Boney A. D. Isolation of kinin-like substances from Laminaria digitata// Nature (Engl.).— 1969.— 223, N 5205.— P. 504—505.
Hussain A., Bonay A. D. Hydrophilic growth inhibitors from Laminaria and As- cophyllum И New Phytol.— 1973.— 72, N 2.— P. 403—400.
Hustede H. Untersuchungen uber die stoffliche Beeinflussung der Entwicklung von Stigeoclonium falklandicum und Vaucheria sessilis durch Tryptophanabkommlin- ge 7/ Biol. ZbL— 1957,— 76, N 5.— S. 555—595.
486.487.488.489.486.487.488.489.Huszti Z. Recent status of histamine in the brain П Agents and Actions.— 1982.—
486.
487.
488.
489.
486.
487.
488.
489.
N 1—2.— P. 155—156.
HUlsen U7., Prenzel U. Uber die Aufnahme verschiedener Zucker durchChlorella pyrenoidosa//Z. Naturforsch.— 1966.—216, N 5.— S. 500—501.
I kan N., Seckbach J. Lipids of the thermophilic alga Cyanidium caldarium// Phytochemistry.— 1972.— 11, N 3.— P. 1077—1082.
Impellizzeri G., Mangiafico S., Oriente G. et al. Amino acids and low-molecular- weight carbohydrates of some marine red algae//Ibid.— 1975.— 14, N 7.— P. 1549—1557.
Ittekkot V*, Degens E. T., Brockmann U. Monosaccharide composition of acid- hydrolyzable carbohydrates in particulate matter during plankton bloom П Limnol. and Oceanogr.— 1982.— 27, N 4.— P. 770—776.
Iwasaki H. Nutritional studies of the edible seaweed Porphyra tenera. I. The influence of different B12 analogues, plant hormones, purines and pyrimidines on the growth of Conchocelis // Plant and Cell Physiol.— 1965.— 6, N 2.— P. 325—336.
Iwasa K., Murakami S. Morphological note of Chlamydomonas palmelloids induced by organic acid // Sci. Repts (Japan). — 1967.— 16, N 2.— P. 15—19.
Izaguirre G., Hwang C. J., Krasner S. W. Investigations into the source of 2-methyl- isoborneol in Lake Perris, California // Water Qual. and Treat. Adv. Lab. Technol. 11 th Annu. AWW A Water Qual. Technol. Conf., Norfolk, Va, 4—7 Dec., 1983.— Proc. Denver. Colo, 1984.— P. 319—334.
493a. Izac R. R., Sims J. J. Marine natural products. 18. Iodinated sesquiterpenes from the red algal_genus Laurencia// J. Amer. Chem. Soc.— 1979.— 101, N 20.—
р. 6136—613?:
Jakob Н. Etudes sur certaines substances metaboliques liberees dans le milieu de culture par le Nostoc muscorum Ag. // C. r. Acad, sci.— 1957.— 244, N 14.— P. 1968—1969.
Jacobi G. Uber die Bestimmung stationarer Konzentrationen von Brenztraubensaure und a-Ketoglutarsaure in Laminarien Kieber Meeresforsch.— 1958.— 14, N 2,— S. 247—250.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007. e-mail pahutaawefijrambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007. e-mail pahutaawefijrambler.ruJacson A. R. B., Me Innes A., Falconer L R„ Runnegar M. T. C. Clinical and Pathological Changes in Sheep Experimentally Poisoned by the Blue-Green alga Microcystis aeruginosa//Vet. Pathol.— 1984.— N 21.— P. 102—113.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007. e-mail pahutaawefijrambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007. e-mail pahutaawefijrambler.ru
Jaenicke L. Sex hormones of brown algae // Naturwissenschaften. — 1977. — 64, N 2,— S. 69—75.
498—499. Jahnke E„ Libber! E. Indol-3-essigsaure als einziges natives Auxin bei Chara- Arten// Z. Bot.— 1964.—52, N 3,— S. 283—290.
Jenkins D., Medsker L., Thomas J. F. Odorous compounds in natural waters. Some sulfur compounds associated with blue-green algae // Environ. Sci. and Technol.— 1967.— 1, N 9.— P. 731—735.
Jennings R. C. Gibberellins as endogenous growth regulators in green and brown algae II Planta.— 1968.—80, N 1.— P. 34—42.
Jennings R. C. Gibberellin antagonism by material from a brown alga // New Phytologist.— 1969.— 68, N 3,— P. 683—688.
Jennings R. C. Studies on the regulation of algal growth by gibberellin // Austral. J. Biol. Sci.— 1971.—24, N 6,—P. 1115—1124.
Jennings R. C., McComb A. J. Gibberellins in the red alga Hypnea musciforrnis (Wilf.) Lamour //Nature (Engl.).— 1967.—215, N 5103,— P. 872—873.
Johnston R. Effectsof gibberellins on marine algae in mixed cultures // Limnol. and Oceanogr.— 1963.— 8, N 2.— P. 270—275.
Jones R. F. Extracellular mucilage of the red alga Porphyridium cruentum I I J. Cell, and Compar. Physiol.— 1962.— 60, N 1.— P. 61—64.
Jorgensen E, G. Growth inhibiting substances formed by algae // Physiol, plant.— 1956.—9, N 4.— P. 712—716.
Jorgensen В. B., Reusbech N. P„ Cohen Y. Photosynthesis and structure of benthic microbial mats: Microelectrode and SEM studies of four cyanobacterial communities // Limnol. and Oceanogr.— 1983.— 28, N 6.— P. 1075—1093.
Jorgensen bL O. G., Sondergaard M. Are dissolved free amino acids free? П Microbiol. EcoL— 1984.— 10, N 4.— P. 301—306.
J age R.» Aubert M., Greppin H. Affect d’extraits d’Oscillatoria rubescens sur la ercissance de quelques algues phytoplanctoniques du Leman H Arch. sci.— 1981.— 34, N 2.— P. 265—272.
Juttner F. p-cyclocitral and alkanes in Microcystis (Cyanophyceae)//Z. Natur- forsch.— 1976.—31, N 9—10. S. 491—495.
Juttner F„ Faul H. Organic activators and inhibitors of algal growth in water of a eutrophic shallow lake//Arch. Hydrobiol.— 1984.— 102, N 1.— P. 21—30.
512a. Kajiwara T., Kodama K-> Hatanaka A. Male-attracting substance in marine brown algae the genus Dictyopteris//Bull. Jap. Soc. Sci. Fish.— 1980.— 46, N 6.— P. 771—775.
Kalle K. Zum Problem der Meereswasserfarbe // Ann. Hydrobiol (Berlin).— 1938.— 66, N 1,—S. 38—43.
Kale S., Krishnamurthy V. Effect of I. A. A. on the excised pieces from different regions of Ulva lactuca var. rigida // Rev. algol.— 1969.— 9, N 3.— P. 275—281.
Kanazawa A. Vitamins in algae//Bull. Jap. Soc. Sci. Fish.— 1963.— N 29.— P. 713—731.
Kanazawa A., Saito A., Udler D. R. Vitamins В in dulce (Rhodymenia palmata) H J. Fish. Res. Board. Canada.— 1966.— N 23.— P. 915—916.
Kao C. Y. New perspectives on the tetrodotoxin and saxitoxin receptors [Dept, of Pharmacol. St. Univ, of 4, Downstate Med. Center, Brooklyn, 4, US] И Mol. Basis Drug. Action Proc. Intern. Symp., Queretaro, 13—16, Oct., 1980.— New York, 1981,— P. 283—297.
Kapoor K., Sharma V. K. Effect of growth-promoting chemicals on growth, nitrogen fixation and heterocyst frequency of a blue-green alga H Z. allg. Mikrobiol.— 1981.—21, N 4,—S. 305—311.
Kappers F. L Toxic cyanobacteria in the Netherlands // Hydrobiol. Bull.— 1982.— 16, 2—3,—P. 291.
Kat M. Dinophysis acuminata blooms in the dutch coastal area related to diarrhetic mussel poisoning in the Dutch Waddensea 11 Sarsia.— 1983.— 68, N 1.— P. 81— 84.
Kat M. «Red» oysters (Ostrea edulis L.) caused by Mesodinium rubrum in lake Grevelingen// Aquaculture.— 1984.— 38, N 4.— P. 375—377.
Kato Л., Sasaki К. Sexual interaction in heterothallic strains of Closterium pera- cerosum strigosum littorale. Partial characterization of a male-specific sexual pheromone, protoplast-releasing substance // Plant Physiol.— 1985.— 77, N 3.— P. 556—559.
Katsui N., Suzuki Y., Kimamura S. et al. 5,6-dibromoprotocatechualdehyde and 2,3-dibromo-4,5-dihydroxybenzyl methyl ester new dibromphenols from Rhodomela larix//Tetrahedron.— 1967.—23.- P. 1185—1188.
Kaur-Sawhey R.» Flores H. E., Galston Л. IF. Polymine oxidase in oat leaves: a cell wall-localize enzyme//Plant Physiol.— 1981.— 68, N 2.— P. 494—498.
Kauss H. a-Galaktosylglyzeride und osmoregulation in Rotalgen // Z. Pflanzenphy- siol.— 1968.— 58, N 5.— S. 428—433.
Keating К. I. Blue-green algal inhibition of diatom growth: transition from meso- trophic to eutrophic community structure//Science.— 1978.— 199, N 4332.— P. 971—972.
Kelly G. I. The capture of carbon by aquatic plants // Trends Biochem. Sci.— 1984.— 9, N 6.— P. 255—256.
Kennedy G. Y., Collier R. The sulpholipids of plants. II. The isolation of sulpholipid from green and brown algae//J. Mar. Biol. Assoc. U. K.— 1963.— 43, N 3,— P. 613—619.
Kentzen Т.» Borowczak £., Szczepkowska E. On the cultivation and growth regulators of some multicellular red and brown algae // Pol. Arch. Hydrobiol.— 1975 (1976).— 22, N 3.— P. 413—427.
Kerrer E., Warren R. A. J. Precursors of poly amines in Pseudomonas acidovorans// Can. J. Microbiol.— 1974.—20, N 4,—P. 469—471.
Kertesz D., Zito R. The indirect oxidation of reduced cytochrome by polyphenol oxidase // Biochim. et biophys. acta.— 1962.— 59, N 3.— P. 752—754.
Khaleafa A. F., Kharboush M. A. M., Metwalli A. et al. Antibiotic (fungicidal) action from extracts of some seaweeds// Bot. mar.— 1975,— 18, N 3.— P. 163— 165.
Kldmbt D. Oligopeptides as plant growth regulators // Biol, plant.— 1985.— 27, N 2/3.— S. 204—208.
Kleinig H. Carotenoids of siphonous green algae: a chemotaxonomical study // J. PhycoL— 1969.— 5, N 4.— P. 281—284.
Klein G. Bildung von Tryptophanmetaboliten beim anaeroben Abbau von Algen und deren Bedeutung fiir Gewasser und Wasserwirtschaft // Vortrag auf Fachtagung der Deutschen Sektion fiir Limnologie in der Intern, fiir Limnologie, Siegburg, 6—10.10 1975.— 1975.— 12 S.
KUch M. G., Mujica M. B„ Ferndndez 0. A. The effect of gibberellic acid on the buoyancy of Spirodella intermedia W. Koch// Aquat. Bot.— 1985.—21, N 1.— P. 63—69.
Kneifel H. Untersuchungen uber Inhaltsstoffe von Algen. // Chemikerzeitung,— 1977.— 101, N 4.— S. 165—168.
Kneifel H., Rolle I. Nachweis von Homologen des Spermidine in der Grunalgen Scenedesmus acutus 276—За H Z. Naturforsch.— 1977.— 32. S. 190—192.
Knutsen G. Effects of phenylethyl alcohol on Chlorella pyrenoidosa H Physiol, plant.— 1966.— 19, N 1,—P. 142—151.
Knutzen J., Sortland B. Polycyclic aromatic hydrocarbons (PAH) in some algae and invertebrates from moderately polluted parts of the coast of Norwav // Water Res.— 1982.— 16, N 4.— P. 421—428.
Knypl J. S. Coumarin-induced respiration of sunflower // Physiol, plant.— 1964.— 17, N 4.— P. 128—134.
Knypl J. S. Dependence of indolyl-3-acetic acid and coumarin-induced, growth on ribonucleic acid and protein synthesis // Nature.— 206, N 4986.— P. 844— 846.
Kobayashi T., Inamori Y., Tanabe L et al. Nippon nogei kagaku kaishi//J. Agr. Chem. Soc. Jap.— 1974.— 48, N 4.— P. 261—267.
Koepp D. E., Miler R. 1. Kaempferol inhibitions of corn mitochondrial phosphorylation // Plant Physiol.— 1974.— 54, N 2.— P. 374—378.
Koepp D. E., Takahashi M., Shibayama M. et al. Antifeeding active substances for insects in Clerodendron tricotomum Thunb. // Agr. and Biol. Chem.— 1972, — 36, N 13.—P. 2579—2582.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaawe®rambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaawe®rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaawe®rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.Dahutaawe®rambler ru
Kolarov P. Die Toxizitat des Prymnesium parvum Carter under den Bedingungen niedriger Temperaturen H Z. Fisch.— 1965.— 13, N 3/4.— S. 285—290.
Konomi K., Furuya M., Yamamoto К. T. et al. Effects of a triterpenoid saponin on spectral properties of undergraded pea phytochrome// Plant. Physiol.— 1982.— 70, N 1.—P. 307—310.
Kossorotow A., Wolf H. U., Seiler N. Regulatory effects of polyamines on membranebound acetylcholinesterase//Вiochem. J.— 1974.— 144, N 1.— P. 21—27.
Kowallik W., Schmid G. N. Zur Glykolatooxydation einzel liger Grfinalgen// Planta.— 1971.—96, N 3.—S. 224—237.
Kremer В. P., Kirst G. 0. Biosynthesis of photosynthates and taxonomy of algae// Z. Naturforsch.— 1982.—C37, N 9.—S. 761—771.
Krinsky N. L, Gordon A., Stern A. L The oppenrance of neoxanthin during the regreening of dark grown Euglena // Plant Physiol.— 1964.— 39, N 3.— P. 441—445.
Kristiansen J., Takahashi E. Chrysophyceae: introduction and bibliography // Selected papers in phycology / 2nd ed.— Lawrence: Kansas U. S. A., 1982.— P. 698—704.
Kroes H. W. Growth interactions between Chlamydomonas globosa snow and Chlorococcum ellipsoideum deason and bold under different experimental conditions, with special attention to the role of pH H Limnol. and Oceanogr.— 1971.— 16, N 6.— P. 869—879.
Kroes H. W. Extracellular products from Chlorococcum ellipsoideum and Chlamydomonas globosa П Arch. Microbiol.— 1972.— 84, N 3.— P. 270—274.
Krzywicka A. Influence of time of exposure to light on the activity of the antibacterial substance in Chlorella vulgaris II Bull. Acad. pol. sci. Ser. sci. biol.— 1966. — 14, n 7.— P. 509—512.
Lampert W. Inhibitory and toxic effects of blue-green algae on Daphnia I I Intern. Rev. gesamten Hydrobiol.— 1981.— 66, N 3.— P. 285—298.
Lang D. R., Raeker E. Effect of quercetin and Fj inhibitor on mitochondrial ATP- ase and energy-linked reactions in submitochondrial particles H Biochim. et biophys. acta 1974.— 333,— P. 180—186.
Larson U., Hagstrom A. Phytoplankton .exudate release as an energy source for the growth of pelagic bacteria П Mar. Biol.— 1979.— 52, N 3.— P. 199—206.
Lata G. F. An investigation of the possible occurrenct of sterols in blue-green algae// Proc. Iowa Acad. Sci.— 1974.— 81, N 2.— P. 89—90.
Laur M. H. Mise au point sur la nature des lipides de quelques rhodophycees П Colloq. intern. Centre nat. rech. sci.— 1961.— 103, N L— P. 159—161.
Lebreton P. Tanins on alcaloides: deux tactiques phytochimiques de dissuasion des herbivores П Terre et vie. Rev. ecol.— 1982.— 36, N 4.— P. 539—572.
Leeuwangh P., Kappers F. I., Dekker M. et al. Toxicity of cyanobacteria in Dutch lakes and reservoirs//Aquat. Toxicol.— 1983.— 4, N 1.— P. 63—72.
. Lem N. W., Stumpf P. K. In vitro fatty acid synthesis and complex lipid metabolism in the cyanobacterium Anabaena variabilis. 1. Some characteristics of fatty acid synthesis//Plant Physiol.— 1984.— 74, N 1.— P. 134—138.
Lamos M. L., Toranzo A. E., Baria J. L. Antibiotic activity of epiphytic bacteria isolated from intertidae seaweeds// Microbial. Ecol.— 1985.— 11, N 2.— P. 149— 163.
Lenzerweger R. Algenalarm an Badensee // Mikrokosmos.— 1980.— 69, N 1 О.- S. 319—320.
Levinson H. Z. Zur Evolution and Biosynthese der terpenoiden Pheromone und Hormone//Naturwissenschaften.— 1972.— 59, N 11.— S. 477—484.
Lewin R. A. Culture of Prasiola stipitata Suhr. // Can. J. Bot— 1955.— 33, N 1 .— P. 5—10.
Lewin R. A. Antibiotics from algae// Physiology and Biochemystry of Algae.— New York, 1962.—P. 811—812.
Lewis E. J. Studies on the proteins, peptides and free amino acid contents in some species of marine algae from southeastern coast of India // Rev. algol.— 1963.— 7, N L— P. 15—25.
Libbert E., Jahnke E. Untersuchungen fiber die Apikaldominaz bei Chara-Arten sowie ihre Beeinflussbarkeit durch Auxin (Indolessigsaure) und Antiauxin (p- Chlorphenoxyisobuttersaure) П Biol. Zbl.— 1965.— 84, N 1.— S. 25—41.
Libbert E., Wichner S. Tryptophanabbau zu Indolessigsaure durch pflanzenbesi- edelnde Mikroorganismen//Naturwissenschaften.— 1963.— 50, N 12.—S. 451.
Liersch R. Uber das atherische 61 von Griinalgen. 1. Die Ole der Gattung Chlorella/ Arch. MikrobioL— 1976.— 107, N 3.— S. 353—356.
Liersch R. Uber des atherische 61 von Griinalgen. II. Die Ole der Gattungen Anki- strodesmus und Scenedesmus // Ibid.— 108, N 3.— P. 313—315.
Lin P. C. Polyamine metabolism and its relation to response of the aleurone layers of barley seeds to gibberellic acid П Plant Physiol.— 1984.— 74, N 4.— P. 975— 983.
Liso R., Calabrese G. Research on ascorbic acid physiology in red algae. I. A. method for the determination of dehydroascorbic acid//Phycologia.— 1974.— 13, L— P. 1—3.
L^vstad 0. Growth limiting factors for Oscillatoria agardhii and diatoms in eutrophic lakes. H Oikos.— 1984.— 42, N 2.— P. 185—192.
Lhck H. B. Zellteilung und Zellstreckung bei Chaetomorpha linum Uber die Wir- kung unterschiedlicher H-ionen und a-Naphthylessigsaurekonzentration П Phy- ton.— 1962.— 18, N 2.—S. 183—190.
Lyr H. On the toxicity of oxidazed polyphenols H Phytopathol. Z.— 1965.— 52, N 3,— P. 92—96.
Maclean J. L. Observations on Pyrydinium bahamense Plate, a toxic dinoflagellate in Papua New Guinea П Limnol. and Oceanogr.— 1977,— 22, N 2.— P. 234— 254.
Maestrini S. Y., Bonin D. J. Allelopathic relations hips between phytoplankton species//Can. Bull. Fish, and Aquat. Sci.— 1981.—N 210,—P. 323—332.
Magne F. Les reserves lipidiques des rhodophycees // C. r. Acad. sci.— 1958. — 246, N 18.— P. 2641—2643.
Margaris N., Mitrakos K. Free amino acids of some algae// Rapp, et proc.-verb, reum. Commis. int. exp lor. sci. Mer. me di terr. Monaco.— 1973.— 22, N 3.— P. 13—14.
Marker A. F. H. Extracellular carbohydrate liberation in the flagellates Isochrysis galbana and Prymnesium parvum//J. Mar. Biol. Assoc. U. K.— 1965.— 45, N 3.— P. 755—772.
Markham K. R., Porter L. J. Flavonoids on the green algae (Chlorophyta) // Phytochemistry.—1969.—8, N 9.—P. 1777—1781.
Marshall S. M., Orr A. P. Carbohydrate as a measure of phytoplankton H J. Mar. Biol. Assoc. U. K.— 1962.— 42, N 3.—P. 511—519.
Martin D. F., Doig M. F., Stackhouse С. B. Biocontrol of the Florida red tide organism Gymnodinium breve through predator organisms//Environ. Lett.— 1973.—4, N 4.—P. 297—301.
Martin D. F., Gonzalez M. H. Artificial initiation of seffile forms of the red tide organism Gymnodinium breve//J. Environ. Sci. and Health.— 1976.— All, N 6.— P. 385—395.
Masayoshi O., Takaaki A. Constituents in Marine Algae-1 seasonal Variation of Sterol, Hydrocarbon, Fatty Acid, and Phytol Fractions in Ulva pertusa H Bull. Jap. Soc. Sci. Fish.— 1979.— 45, N 3.— P. 389—393.
Maslinski C., KierskaD., Kling К. Selected problems of regulation of the biogenic amines in the body И Ann. Med. Sec. Pol. Acad. Sci.— 1972.— 17, N 2,— P. 167— 182.
Mason С. P., Edwards K. R., Carlson R. E. et al. Isolation of chlorine-containing antibiotic from the freshwater cyanobacterium Scytonema hofmanni П Science.— 1982.—215, N 4531.—P. 400-402.
Mastagli P., Angier J. Etude de la structure du compose phenolique contenu dans Polysiphonia fastigiata//C. r. Acad, sci.— 1949.— 229.—P. 775—776.
Matsuda Y., Sakamoto K., Mizuochi T. et. al. Mating type specific inhibition of gametic differentiation of Chlamydomonas reinhardtii by tunicamycin H Plant and Cell Physiol.— 1981.—22, N 8.—P. 1607—1611.
Matsumoto G. I., Nagashima H. Occurence of 3-hydroxy acids in microalgae and cyanobacteria and their geochemical significance // Geochim. et cosmochim. acta.— 1984.— 48, N 8.— P. 1683—1687.
Matthdi H. J. Ein Blutsee//Orion.— 1954,—9, N 11/12.—S. 457.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail .Dahutaawe®rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail .Dahutaawe®rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail .Dahutaawe®rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail .Dahutaawe®rambler.ru
Mayer A. M. Nature and location of phenolase in germinating lettuce// Physiol* plant.— 1961.— 14, N 2.— P. 48—52.
Me Lachlan J., Craigie J. 8. Algal inhibition by yellow ultraviolet-absorbing substances from Fucus vesiculosus// Can. J. Bot— 1964.— 42, N 3.— P. 287—292.
McLachlan J., Craigie J. S. Effects of carboxylic acids on growth and photosynthesis of Haematococcus pluvialis// Ibid.— J. Bot.— 1965.— 43, N 11.— P. 1449— 1456.
McLachlan J., Craigie J. S. Antialgal activity of some simple phenols//J. Phy- col.— 1966.— 2, N 4.— 133—135.
McLaughlin J. J. A. Euryhaline chrysomonads: nutrition and toxigenesis in Prym- nesium parvum, with notes on Isochrysis galbana and Monochrysis lutheri H J. ProtozooL— 1958.— 5, N 1.—P. 75—81.
Melkonian M. Release of dissolved organic substances by the green alga Fritschiella tuberosa Yyeng. (Chaetophorineae) during different growth phases // Z. Pflanzen- physiol.— 1979.— 94, N 2.— S. 125—133.
Melvasalo T., Viljamaa H. Planktonic blue-green algae in polluted coastal watters of Helsinki H Vesientutkimuslaitok. julk.— 1977.— N 19.— P. 1—35.
Merrett M. J., Lord J. M. Glycollate formation and metabolism by algae// New Phytol.— 1973.— 72, N 4,— P. 751—767.
Middleton J. Are plant toxins aimed at decomposers? // Experientia.— 1984.— 40, N 3.— P. 299—301.
Millbank J. IF. Keto-acids in the alga Chlorella // Ann. Bot.— 1957.— 21, N 81.— P. 23—31.
Miller R. M., Meyer C. M„ Tanner H. A. Glycolate excretion and uptake by Chlorella// Plant Physiol.— 1963.— 38, N 2.— P. 184—188.
Miller D. N., Lamport D. T. A., Miller M. Hydroxyproline heterooligosaccharides in Chlamydomonas//Science.— 1972.— 176, N 4037.— P. 918—920.
Moewus F. Bound indoles in Acetatabularia II Planta.— 1962.— N 9.— P. 91—93.
Mohsen A. F., Khaleafa M. A., Metwalli A. Effect of some auxins on growth, reproduction, amino acid, fat and sugar contents in Ulva fasciata Delile И Bot. mar. 1974.— 17, N 4.— P. 213—217.
Mohsen A. F., Khaleafa A. F., Hashem M. A., Metwalli A. Effect of some vitamins on growth, reproduction, amino acid, fat and sugar contents in Ulva fasciata Dalile. Part I П Ibid.— 1974.— 17, N 4.— P. 208—112.
Moner J. G. Evidence for a swarming substance which stimulates colony formation in the development of Pediastrum duplex Mayen//Biol. Bull.— 1954.— 107, N 2.— P. 236—246.
Moor F. D. Novel carbon supply on land//Nature.— 1984.— 310, N 5979.— P. 633—636.
Moore R. E. Toxins from blue-green algae // Bioscience.— 1977.— 27, N 12.— P. 797—802.
Moore R. E. Constituents of blue-green algae//Mar. Natur. prod.: Chern, and Biol. Perspect.— London, 1981.— Vol. 4.— P. 1—52.
Moore B. G., Tischer R. G. Biosynthesis of extracellular polysaccharides by the blue-green alga Anabaena flos-aquae//Can. J. Microbiol.— 1965.— 11, N 6.— p. 877—885.
Nowat J. A. Gibberellin-like substances in algae// Nature (Engl.).— 1963.— 200, N 4905.— P. 453—455.
Mowat (uee Bentley) J. A. Auxins and gibberellins in marine algae//C. r. 4e Congr. intern, algues marines, Biarritz, 1961.— Oxford; London; New York; Paris: Pergamon Press, 1964.— P. 352—359.
Mowat J. A. A survey of results on the occurence of auxins and gibberellins in algae// Bot. Mar.— 1965.— 8, N 1.— P. 149—155.
Miiller D. G. Versuche zur Charakterisierung eines Sexual-Lockstoffes bei dec Braunalge Ectocarpus siliculosus. 1. Methoden, Isolierung und gaschromatographi- scher Nachweis H Planta.— 1968.— 81, N 2.— S. 160—168.
Miiller С. H., Moral R. Soil Toxicity induced by terpenes from Salvia leucophylla// Bull. Torrey Bot. Club.— 1963.— 93, N 2.— P. 130—137.
Miiller D. G., Gassmann G. Sexual reproduction and the role of sperm attractants in monoecious species of the brown algae order Fucales (Fucus, Hesperophycus, Pelvetia and Pelvetiopsis)// Plant Physiol.— 1985.— 118, N 5.— P. 401—408,
Murray D. R„ Giovanelli J., Smillie R. Photoassimilation of glycolate, glycine and serine by Euglena gracilis//J. Protozool.— 1970.— 17, N L—P. 99—104.
Murray D. R., Giovanelli J., Smillie R. M. Photometabolism of glycollate by Euglena gracilis//Austral. J. Biol. Sci.— 1971.—24, N 1.— P. 23—33.
Naqvi S. №. A., Mittal P. K., Kamal S. Y. at. al. Bromine content insome seaweeds of goa (central West Coas of India) // Bot. Mar.— 1979.— 22, N 7.— P. 455—457.
Nakamura K*, Gowans C. S. Nicotinic acid-excreting mutants in Chlamydomonas// Nature (Engl.).— 1964.—202, N 4934.—P. 826—827.
Nalewajko C. Photosynthesis and excretion in various planktonic algae// Limnol. and Oceanogr.— 1966.— 11, N 1.— P. 1—10.
Nasr A. H., Metwalli A. M., Khalifa A. F. Some extracellular metabolites of Cysto- seira barbata// Bot. Mar.— 1973.— 16, N 4.— P. 177—179.
Neilson A. H., Lewin R. A. The uptake and utilization of organic carbon by algae: an essay in comparative biochemistry // Phycologia.— 1974.— 13, N 3.— P. 227— 264.
Nichols B. W. Lipid composition and metabolism// Biology Blue-Green Algae.— Oxford, 1973.— P. 141-161.
Nishimura A. Effects of organic matters produced in fish farms on the growth of red tide algae Gymnodinium type-65 and Chattonella antiqua H Bull. Plankton Soc. Jap.— 1982.— 29, N 1.— P. 1—7.
Norgard S., Svec W. A., Liaaen—Jensen S. et al. Algal carotenoids and chemotaxonomy H Biochem. Syst. and Ecol.— 1974.—2, N 1.— P. 7—9.
Nyberg H., Koskimies-Soininen K. The phospholipid fatty acids of Porphyridium purpureum cultured in the presence of triton X-100 and sodium desoxy cholate П Phytochemistry.— 1984.—23, N 1.— P. 2489—249.
Ogino C. Tannins and vacuolar pigments H Physiology and biochemistry of algae.— New York; London: Acad. Press, 1962.— P. 437—443.
Olszewski P. Lakwit jesienny na jeziorach Mazurskich H Wszechswiat.— 1953.— 9, N 10.—S. 228—229.
Opute F. I. Physiological studies of the sulpholipids of diatoms// J. Exper.Bot.— 1974.— 25, N 8.— P. 798—809.
Otsuka H. Contents of sterols in Chlorella cells at different development stages // Plant and Cell Physiol.— 1963.— 4, N 13.— P. 293—297.
Otsuka H., Mirimura Y. Change of fatty acid composition of Chlorella ellipsoidea during its cell cycle// Ibid.— 1966.— 7, N 4.— P. 663—670.
Ousheva N. On the influence of gibberelic acid and 6-benzylaminopurine on the accumulation of biomass in Chlorella//Док л. Волг. АН.— 1970.— 23, N 12.— Р. 1545—1548.
Packer Е. L., Hutner S. H., Cox D. et al. Use of amine buffers in protozoan nutrition//Ann. Acad. Sci.— 1961.— 92, N 2.— P. 486—490.
Palermo J. A., Seldes A. M., Gros E. G. Free sterols of the red alga Gigartina skotts- bergii H Phytochemistry.— 1984.— 23, N 11.— P. 2688—2689.
Pandey D. C., Mitra A. K. Free aminoacid composition of Anabaena naviculoides Fritsch at heterocystous and non-heterocystous stages H Naturwissenschaften.— 1964.— 51, N 10.— P. 248—249.
Pankow H. Uber die Ursachen des Fehlens von Epiphyten auf Zygnemalen// Arch. Protistenk.— 1961.— 105, N 3.—P. 417—444.
Pant A., Fogg G. E. Uptake of glycollate by Sceletonema costatum (Grev.)Cleve in bacterized culture//J. Exper. Mar. Biol, and Ecol.— 1976.— 22, N 3.— P. 227—234.
Pantastico J. B., Antonio L. C. Effect of gibberellic acid and indoleacetic acid on branching and akinete formation in Cladophora sp. and Phithophora sp. Ц Philipp. Agr.— 1971.— 54, N9—10.—P. 402—413.
Paster L., Reich K., Bergmann F., Rahal M. Studies on the growth of Prymnesium parvum Carter (Chrysomonadina) and on the formation of its toxin (Prymnesin) // Experientia.— 1966.—22, N 12.—P. 790—791.
Paster L., Abbott В. C. Gibberellic acid: a growth factor in the unicellular algae Gymnodinium breve//Science.— 1970.— 169, N 3945.— P. 601—602.
Patterson G. W. Sterols of Chlorella. II. The occurenceof an unusual sterol mixture in Chlorella vulgaris//Plant Physiol.— 1967.— 42, N 10.— P. 1457—1459.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-maiLpahutaciwe^rambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-maiLpahutaciwe^rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-maiLpahutaciwe^rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri. Kiev-2007, e-maiLpahutaciwe^rambler ru
Patterson G. W. Sterols of some green algae И Comp. Biochem. and Physiol. B.— 1974.— 47, N 2.— P. 453—457.
Paul V. J., Fenical IF. Toxic feeding deterrents from tropical marine alga Caulerpa bikinensis (Chlorophyta) H Tetrahedron Lett.— 1982.— 23, N 48.— P. 5017— 5020.
Payer H. D., Soeder C. J., Kunie H. et al. Accumulation of polycyclice aromatic hydrocarbons in cultivated microalgae H Naturwissenschaften.— 1975,— 62, N 11,—P. 536—537.
Pearce J., Carr N. G. The incorporation and metabolism of glucose by Anabaena va- riabilis // J. Gen. Microbiol.— 1968.— 54, N 3.— P. 451—462.
Pedersen M. Ectocarpus fasciculatus: marine brown alga requiring kinetin// Nature (Engl.).™ 1968.— 218, N 5143.— P. 776.
Pedersen M. Marine brown algae requiring vitamin B12 // Physiol. Plant.— 1969.— 22, N 5.— P. 977—983.
Pedersen M., Fridborg G. Cytokinin-like activity in sea water from the Fucus- Ascophyllum Zona// Experientia.— 1972.— 28, N 1.— P. Ill—112.
Pedersen M., Da Silva E. J. Simple brominated phenols in the blue-green alga Calothrix brevissima West//Planta.— 1973.— 115, N 1.— P. 83—86.
Pedersen M., Saenger P., Fries L. Simple brominated phenols in red algae // Phytochemistry.— 1974.— 13, N 10.— P. 2273—2279.
Pedersen M., Fries L. Bromophenols in Fucus vesiculosus // Z. pflanzen Physiol.— 1975.— 74, N 3.— P. 272—274.
Pedersen NE, Saenger P., Rowan K., Hofsten A. Bromine, bromophenols and flo- ridorubin in the red alga Lenormandia prolifera H Physiol, plant.— 1979.— 46, N 2.— P. 121—126.
Pedersen M., Roomans G. M., Hofsten A. V. Cell inclusions containing bromine in Rhodomela confervoides (Huds.) Lamour, and Polysiphonia elongate Harv. (Rhodophyta, Ceramiales) // Phycologia.— 1980.— 19, N 2.— P. 91—96.
Peguy M. A propos de Factivite antibiotique presumee d’une solution aquense du corps phenolique brome et sulfone extrait du Polysiphonia lanosa (Linne) Tandy (Floridee Rhodomelacee) //C. r. Acad, sci.— 1961.— N. 252.— P. 2134—2135.
Pellegrini NE, Pellegrini L. Some observations on relationships between bacteria and a brown alga 7/Biol. Cell.— 1982.— 43, N 3.— P. 194—200.
Peterfi S„ Nagy-Toth F. Despre actiunea gibberellinei asupra cresterii algelor verzi//Comun. Acad. RPR.— 1963.— 13, N 11.— P. 957—962.
Pohl P., Passig T., Wagner H. Uber den Einfluss von Anorganischem Stickstoff- Gehalt in der Nahrlosung auf die Fettsaure-Biosynthese in Griinalgen // Phytochemistry.— 1971.— 10, N 7.—S. 1505—1513.
Poltoracka J. Gdy 16d na jeziorach staje si? czerwony // Gospod. rybna.— 1963.— 15, N 8.—P. 11—12.
Pope D. H. Heterotrophic potential of Phormidium and other blue-green algae// Can. J. Bot.— 1974.— 52, N 11.—P. 2369—2374.
Poral la K. Considerations on the evolution of steroids as membrane components П FEBS. Microbiol. Lett.— 1982.— 13, N 2.— P. 131—135.
Prakash A. Growth and toxicity of a marine dinoflagellate, Gonyaulax tamaren- sis//J. Fish. Res. Board. Canada.— 1967, —24, N 7.— P. 1589—1606.
Pratt R., Johnson E. Production of thiamine, Riboflavin, folic acid, and biotin by Chlorella vulgaris and Chlorella pyrenoidosa// J. Pharmac. Sci.— 1965.— 54, N 6.—P. 871—874.
Pratt R., Johnson E. Production of pantothenic acid and inositol by Chlorella vulgaris and Chlorella pyrenoidosa H Ibid.— 1966.— 55, N 8.— P. 799—802.
Prescott G. W. The Algae : A. Review.— 1969.— 436 P.
Pringsheim E.G. Uber Mixotrophie bei Flagellaten//Planta.— 1958.— 52, N 4.— S. 405—430.
Pringsheim E. G. Cyanophyceen Probleme// Ibid.— 1968.— 79, N 1.— S. 168— 181.
Proctor V. W. Some controlling factors in the distribution of Heamatococcus plu- vialis // Ecology.— 1957,— 38, N 3.— P. 457—462.
Provasoli L., Pintner 1. J. Ecological implications of in vitro nutritional, requirements of algal Flagellates // Ann. N. Y. Acad. Sci.— 1953.— 56, N 5.— S. 839— 851.
Provasoli L. Effect of plant hormones on Ulva // Biol. Bull.— 1958.— 114, N 3.— P. 375—384.
Provasoli L. Nutritional aspects of algae growth // Proc. Can. Soc. Plant. Physiol.— 1965.— N 6,— P. 26—27.
Provasoli L., Carlucci Л. F. Vitamins and growht regulators//Algal Physiology and Biochemistry.— Oxford, 1974.— P. 711—771.
Puiseux-Dao S. Comportement de fragments anucleeg de Batophora Oerstedi. J. Ag. (Dasycladaceae) dans Гаей de mer contehant soit un acide amine, soit une auxine // C. r. Acad, sci.— 1957.— 245, N 25.— P. 2371—2374.
Pyther J. H. Inhibitory effects of phytoplankton upon the feeding of Daphnia mag- na. With reference to growth, reproduction and survival // Ecology.— 1954.— 35, N 4.— P. 36—40.
Quang L. P., Laur M. H, Variations de la composition et de la teneur en lipides polaires des trois Fucacees communes des cotes bretonnes: Pelvetia conaliculata (L.) Deen, et Thur., Fucus vesiculosus L., Fucus serratus L. an cours de leur cycle annuel П Bot. Mar.— 1975.— 18, N 2.— P. 105—113.
Ragan M. A., Craigie J. S. Quantitative studies on brown algal phenols. IV. Ultraviolet spectrophotometry of extracted polyphenols and implications for measuring dissolved organic matter in sea water H J. Exper. Mar. Biol, and Ecol.— 1980.—N 46.—P. 2—3.
Ragan M., Jensen A. Quantitative studies on brown algal phenols//Ibid.— 1977.-30, N 2.— P. 209—221.
Ragan M., Jensen A. Widerspread distribution of sulfated polyphenols in brown algae// Phytochemistry.— 1979.— 18, N 2.— P. 261—262.
Ramamurthy V. D., Seshadri R. Effects of gibberellic acid (GA) on laboratory cultures of Trichodesmium erythraeum (EHR) and Melosira sulcata (EHR) // Proc. Indian. Acad. Sci.— 1966.— 1364, N 3.— P. 164—151.
Ramus J. The production of extracellular polysaccharide by the unicellular red alga Porphyridium aerugineum//J. Phycol.— 1972.— 8, N 1.— P. 97— 111.
Ranson G. Observations sur Г agent essentiel de la dissolution du calcaire dans les regions exondees des iles coral liennes de FArchipel des Fuamotu Conclusions sur le processus de la dissolution du calcaire //C. r. Acad. sci.— 1955.— 24, N 9.— P. 1007—1009.
Ranson R. Е.» Nerad T. A., Meier P. G. Acute toxicity of some blue-green algae to the protozoan Paramecium caudatum// J. Phycol.— 1978.— 14, N 1.— P. 114— 116.
Rao V. N. R., Sivasubramanian V. Production of growth-inhibiting substance by Nitzschia frustulun (Kutz.) Grun.//Indian J. Microbiol.— 1981.— 21, N 2.— P. 113—115.
Rao J. P., Singh H. N. Methylamine regulation of heterocyst and nitrogenase in a methylamine resistant blue-green alga Anabaena doliolum // Z. Pflanzenphy- siol.— 1983.— 109, N 1.—P. 69—79.
Raschke R. L., Carroll B., Tebo L. B. The relationship between substrate content, water quality, actinomycetes and musty odours in the Broad river basin H J. Appl. Ecol.— 1975.— 12, N 2.— P. 535—560.
Raven J. A., Beardall J. Respiration and Photorespiration// Can. Bull. Fish, and Aquat. Sci.— 1981,— N 210.— P. 55—82.
Rezanka T., Lahradnik J., Podojil M. Hydrocarbons in Green and Blue-Green Algae//Folia Microbiol.— 1982,—27, N 6,—P. 450—454.
Ricketts T. R. On the chemical composition of some unicellular algae // Phytochemistry.—1966.—5, N 1.—P. 67—76.
Rolle J., Payer R., Soeder C. J. Uber die Amine einzelliger Griinalgen. 1. Mit- teilung. Der Spermidingehalt von Scenedesmus acutus (276—3a) und (Chlorella fusca (211—3b)//Arch. Mikrobiol.— 1971.— 77, N 2.— S. 185—195.
Ronnerstrand S. Investigations into polyphenols of the oxidase systems of some algae//Bot. Mar.—1968.— 11, N 1.—P. 41—46.
Rotberg M. The thiamine requirements of Prymnesium parvum (Chrysomonadina) / Bull. Res. Council. Israel.— 1958.— N 137.— P. 208—210.
Ryther J. H., Yentsch C. 8.» Hulburt E. M., Vaccaro R. T, The dynamics of a diatom bloom//Biol. Bull.— 1958.— 115, N 2.—P. 257—268.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:Dahutaawe®rambler ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:Dahutaawe®rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:Dahutaawe®rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail:Dahutaawe®rambler ru
€97. Sacher J. A. Effect of inhibitors on kinetics of indoleacetic acid oxidation // Amer. J. Bot.— 1963.— 50, N 3.—P. 98—102.
€98. Saenger P., Pedersen M., Rowan K. Bromo-compounds of the red alga Lenormandia prolifera H Phytochemistry.— 1976.— 15, N 12.— P. 1957—1958.
€99. Saks N. M. Primary production and release of assimilated carbon by Chlamydo- monas provasolii in culture // Mas. Biol.— 1982.— 70, N 2,— P. 205—208.
Samejima H., Myers J. On the heterotrophic growth of Chlorella pyrenoidosa И J. Gen. Microbiol.— 1958.— 18, N 1.— P. 107—117.
Sangar V. K., Dugan P. R. Polysaccharide produced by Anacystis nidulans: its Ecological implication// Appl. Microbiol.— 1972,—24, N 5.— P. 732—734.
Santos G. A., Doty M. S. Constituents of the green alga Caulerpa lamowrouxii П Lloydia.— 1971.—34, N 1.—P. 88—90.
Sarma Y. S. R. K-, Tripathi S. N. Effects of gibberellic acid on the green alga Oedogonium acmandrium Elfving// Indian. J. Exper. Biol.— 1974.— 12, N 2.— P. 204—206.
Sarro Т.» Ando Y. Bromine compounds in seaweeds. 1. A bromophenolic compounds from the red algae Polysiphonia morrowii Harr. // Chern. Abstr.— 1957.— 51, N 178.— P. 101—106.
Schadstoffe im Wasser. Algenburtige Schadstoffe П Deutsche Forschungsgemein- schaft. Boppard, 1982.—Bd 3.—S. 1—198.
Schapiro J. Chemical and biological studies on the yellow organic acids of lake water//Limnology and Oceanography.— 1957.— 2, N 1.— P. 52—56.
Scherer P., Rneifel H. Distribution of polyamines in methanogenic bacteria// J. Bacterio!.— 1983.— 154, N 3.—P. 1315—1322.
Schiewer U. Auxinvorkommen und Auxinstoffwechsel bei mehrzelligen Ostseealgen, I. Zum Vorkommen von Indol-3-Essigsaure // Planta.— 1967.— 74, N 4.— S. 313—323.
Schiewer U. Auxinvorkommen und Auxinstoffwechsel bei mehrzelligen Ostseealgen. II. Zur Entstellung von Indol-3-essigsaure aus Tryptophan, unter Berticksichtigung des Einflusses der marinen Bacterienflora Ц Ibid. — 1967b. — 75, N 2.— S. 152—160.
Schiewer U. Uber den Indol-3-essigsaure Gehalt und den Tryptophan-Umsatz bei mehrzelligen Ostseealgen//Wiss. Z. Univ. Rostock. Math.-naturwiss. R.— 1967.— 16, N 4—5.— S. 451—453.
Schiewer U., Krienke H., Libbert E. Auxinvorkommen und Auxinstoffwechsel bei mehrzelligen Ostseealgen. III. Die Umsetzung von Indol-3-acetonitril und von Indol-3-essigsaure//Planta.— 1967.— 76, N I.— S. 52—64.
Schiewer U. Salztoleranz und der Einflus steigender NaCl-konzentrationen auf die Stickstoff-Kohlenhydrat, Pigmentgehalt und die Kohlenhydratausscheidung bei einigen limnischen Blaualgen // Arch. Hydrobiol.— 1974.— 46, N 2.— S. 171—184.
Schlee D. Zur okologischen Bedeutung somundarer Naturstoffe-Beispiel : Alkaloi- de//Biol. Rdsch.— 1982.— 20, N 1.—P. 17—32.
Schmidt R. J., Gooch D., Loeblich A. K* et al. Comparative study of luminescent an nonluminescent strains of Gonyaulax excavata (Pyrrophyta)//J. Phycol.— 1978.— 14, N L— P. 5—9.
Schneider V. Einflus verschiedener Flavonole auf das Lameliarsystem der Chloro- plasten in vitro. Influence of various flavonols of reactions of isolated chloroplasts in vitro// Z. Pflanzenphysiol.— 1974.— 72, N 1.—S. 36—51.
Schulz G. Bewegungsstudien sowie elektronenmikroskopische Membranuntersuchungen im Cyanophyceen//Arch. MikrobioL— 1955.— 21, N 4.— S. 335—370.
Schwarze P. Ausscheidung von Riboflavin durch Chlorella vulgaris//Вiochem. und Physiol, und Pflanz.— 1975.— 167, N 3.— S. 291.
Schwimmer M., Schwimmer D. The role of algae and plankton in medicine.— New York, 1955,— 85 p.
Sciuto S., Chillemi R.» Piattelli M., Puglisi G. Gibberellin and cytokinin-like activities in marine algae from Central Mediterranean // Boll. Soc. ital. biok sper.— 1981.— 57, N 15.— P. 1590—1595.
Sculberg О. M., Geoffrey A. C., Carmichael W. W. Blue-green algal (Cyanobacteria!) toxins: a water quality and health problem in Europe /7 Manuscript for Ambio, November 3rd,— 1983.— F. 83462.— P. 1—18.
Scuti J. E. Autoinhibitor production by Chlorella vulgaris// Amer. J. Bot.— 1964,— 51, N/6.— P. 581—584.
Sekhara V. T. N., Abraham A., Hansen L A. Accumulation of Co58 — vitamin B12 by Euglena gracilis//J. Protozool.— 1961.— 8, N 2.— P. 211—216.
Selected papers in phycology / 2nd ed. Phycol. Soc. Amer.— Lawrence : Kansas, U.S.A., 1982.— P. 866.
Set low P. Polyamine levels during growth sporulation, and spore germination of Bacillus megaterium//J. Bacteriol.— 1974.— 117, N 3.— P. 1171—1177.
Shah A. K., Vaidva B. S. Detection of vitamin B12 and pantothenic acid in cell exudates of blue-green algae // Biol. Plant. Acad. Sci Bohemosl.— 1977.— 19, N 6. — P. 426.
Shalitin C., Vishlizky A. Spermidine inhibits degratation of yeast chromatin// Biochim. et biophys. acta.— 1984.— 782(9), N 3.— P. 328—330.
Shi S. Y., Chi M. H. Determination of the ascorbic acid contents in some edible seaweeds//Oceanol. et limnol. sin.— 1965.— 7, N 1.— P. 67—72.
Shiba T., Taga N. Effects of the extracellular products of Enteromopha linza on its epiphytic bacterial flora//Bull. Jap. Soc. Sci. Fish.— 1981.— 47, N 9.— P. 1193—1197.
Shield L. S., Rinehart K. L., Marine-derived antibiotics И Antibiot. : Isolat., separat. and Purific.— Amsterdam, 1978.— P. 309—385.
Shimbayashi K. Observation on the presence of hydroxyproline in Chlorella pyre- noidosa//Nat. Inst. Animal. Healh Quart.— 1961.— 1, N 1.— P. 63—64.
Sieburth J. Antibacterial substances produced by marine algae// Development in Industrial Microbiology. A. I.— B. S. Washington, D. C., 1964.— P. 124—134.
Sieburth J* M., Jensen A. Studies on algae substances in the sea. II. The formation of gelbstoff (homie material) by exudates of Phaeophyta//J. Exper. Mar. Biol. EcoL— 1969.— 3,— P. 83—86.
Singh Y., Menrotra R. K. On a bloom-forming blue-green alga in India // Proc. Nat. Acad. Sci., India.— 1979.—Sec. B, 49, N 3.—P. 175—177. -
Smith K* L., Harwood J. I. Lipids and lipid metabolism in the brown alga Fucus serratus//Phytochemistry.— 1984.— 23, N 11.— P. 2469—2473.
Boeder C. J., Kneifel H., Meinicke M. Analysis of amines in algae by high performance liquid chromatography//J. Phycol. 1977.— 13, N 2.— P. 36—41.
Sousa S. E. de. Some observations on marine dinoflagellate cultures. 1. Prorocent- rum micans Ehr. and Gyrodinium sp. // Notas e estud. Inst. biol. marit.— 1959.— 21.—P. 1—15.
Southgate T., Wilson K., Cross T. F., Myers A. A. Recolonization of a rocky shore in S. W. Ireland following a toxic bloom of the dinoflagellate Gyrodinium aureo- lum//J. Mar. Biol. Assoc. U. K.— 1984.— 64, N 2.— P. 485—492.
Spathas D. H., Pateman J. A., Clutterbuck A. J. Polyamine transport in Aspergillus nidulans//J. Gen. Microbiol.— 1982.— 128, N 3.— P. 557—563.
Srivastava S. K., Raj A. D. S., Naik B. L Polyamine metabolism during ageing and senescence of pea leaves//Indian J. Exper. Biol.— 1981.— 19, N 5.— p. 437—440.
Srivastava S. K., Smith T. The effect of some oligo-amines and guanidines on membrane permeability in higher plants// Phytochemistry.— 1982.— 21, N 5.— P. 997—1008.
Stangenberg M. Toxic effects of Microcystis aeruginosa Kg. extracts on Daphnia longispina O. F. Muller and Eucypris virens Jurine//Hydrobiologia.— 1968.— 32, N 1/2.—P. 81—97.
Steiberg C. Mass occurence of the rare dinoflagellate Woloszynskia tenuissima (Lauterborn.) Thompson in a small lake after restoration treatment H Arch. Hydrobiol.—1981.—60, N 3.— P. 289—297.
Stein von Kamienski E. Untersuchungen. uber die fluchtigen Amine der Pflanzen. III. Mitteilung. Die Amine von Pilzen. Uber den Weg der Aminbildung in Pflanzen//Pl anta.—1958.—50, N 4.— S. 331—352.
Stenlid G. The effects of phlavonoid compounds on oxidative phosphorylation and the enzymatic destruction of indoleacetic acid П Physiol, plant.— 1963.— 16, N 1.—P. 116—119.
Stenlid G. Flavonoids as inhibitors of the formation of adenosine triphosphate in plant mitochondria//Phytochemistry,— 1970.— 9, N 11.— P. 2251—2256.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.DahutaciwefSjrambler mScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.DahutaciwefSjrambler mStern A. J., Schiff J. A., Klein H. P. Isolation oT ergosterol from Euglena gracilis distribution among mutant strains// J. Protozool.— 1960.— 7, N 1.— P. 52—55.
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.DahutaciwefSjrambler m
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail.DahutaciwefSjrambler m
Stoffelen FL, Glombitza K- W., Murawski U. et. al. Bromphenole aus Polysiphonia lanosa (L.) Tandy I I Planta med.— 1972.— 22, N 4.— P. 365—440.
Street FL E., Guiffiths D. J., Thresher C. L., Owens M. Auxins and their effect on the growth of unicellular algae. Ethanol as a carbon source for the growth of Chlorella vulgaris// Nature.— 1958.— 182, N 4646.— P. 1360—1361.
Strobel G. A. Phytotoxins//Annu Rev. Biochem.— 1982.— 51. — P. 309—333.
Stutz R. Phenoliques et croissause vegetale// Plant Physiol.— 1957.— 32, N 1.— P. 33—36.
Subrahmanyan R. On the life history and ecology of HornelHa marina gen. etsp. nov. (Chloromonadineae), causing green discoloration of the sea and mortality among marine organisms off the Malabar coast// Indian J. Fish.— 1954.— 1, N 1/2,— P. 182—203.
Suda S. Studies on chlorellin, with special reference to its physiological significance //Sci, Repts Tohoku Univ.— 1960.— 26, N 2.— Ser. 4.— P. 189—197.
Symoens J. J. Sur la formation de fleurs d’eau a Cyanophycees (Anabaena flos- aquae) dans le bassin nord du lac Tanganika // Bull, seances Acad. roy. sci. colon.— 1956.—2, N 3.—P. 414—419.
Syrett P. J., Merrett M. J., Bocks S. M. Enzymes of the glyoxylate cycle in Chlorella//J. Exper. Bot.— 1963.— 14, N 41.—P. 249—264.
Syrett P. J. Nitrogen metabolism of microalgae// J. Can. Bull. Fish, and Aquat. Sci. 1981.—210. — P. 182—210.
Szabo E., Ruff F., Felfoldy L. Egysejtu algak ossz-szterin tartalmarol // Mag. tud. akad. Tihanyi. biol. kutafocnt. evk.— 1961.— 28.— P. 139—141.
Szent-Gydrgyi A., Me Laughlin J. A. Interaction of glyoxal and methylglyoxal with biogenic amines//Proc. Nat. Acad. Sci. USA. — 1975.— 72, N 4.— P. 1610—1611.
Taylor F. J. R. Gonyaulax polygramma Stein in waters: a taxonomic problem related to developmental morphology//J. S. Afric. Bot.— 1962.— 28, N 3.— P. 237—242.
Talpasayi E. R. S. Localisation of ascorbic acid in heterocysts of blue-green algae II Curr. Sci. (India).— 1967.—36, N 7.— P. 190—191.
Tamyia FL, Morimura J., Jeketa M. Effect of variens antimetabolites upon the life cycle of Chlorella // Arch. Microbiol.— 1962.— 42, N 4.— P. 49—54.
Target! N. M., Mitsui A. Toxicity of subtropical marina algae using fish mortality and red blood cell hemolysis for bioassays// J. Phycol.— 1979.— 15, N 2.— P. 181—185.
Terri A. E., Bieber R. E. р-complex vitamins in certain brown and red algae// Science.— 1058.— 127,— P. 1500—1501.
Thepenier C., Gudin G., Thomas D. Immobilization of Porphyridium cruentum in polyurethane foams for the production of polysaccharide II Biomass.— 1985.— 7, N 3,— P. 225—240.
The Water Environment. Algal Toxins and Healt.— New York; London : Plenum Press, 1982.— 491 p.
Tietz D., Tietz A. Strep im Pflanzenreich//Biol, unserer Zeit.— 1982.— 12, N 4.—S. 113—119.
Tillberg J. E., Kylin A. Oxygen evolution and phorphorylation in Scenedesmus as influenced by the inhibitor-complex from Potato and by Phloridzin // Planta.— 1966.— 71, N 2.— P. 130—139.
Tornabene T. G., Bourne T. F., Raziuddin S., Ben-Amotz A. Lipid and lipopolysaccharide constituents of cyanobacterium Spirulina platensis (Cyanophyceae, Nosto- cales)//Mar. Ecol. Progr. Ser.— 1985.— 22, N 2.— P. 121—125.
T6th L. Studies on the oxidative assimilation of unicellular algae. I. Effect of sugars on the respiration of Chlorella vulgaris//Mag. tud. akad. Tihanyi. biol. kutatoint. evk.— 1965.— 32. — P. 297—306.
Tregouboff G. Sur Pinvasion de la Baie de Villefranche sur Mer en juin 1961 par chattonella subsalsa Biecheler И Cah. CERBOM.— 1962.— 1, — P. 9—13.
Tribhuvan R. C., Pigaokar A. K., Pradhan D. S., Sreenivasan A. Effect of phenethyl alcohol on induction of alkaline phosphatase in Escherichia coli И Biochem. and Biophys. Res. Com'muns.— 1970.— 41, N 1.— P. 244—250.
Trick C. G., Harrison P. J., Andersen R. J. Extracellular secondary metabolite production by the marine dinoflagellate Prorocentrum minimum in culture H Can. J. Fish, and Aquat. Sci.— 1981.—38, N 7.—P. 864—867.
Trojanowski G. Rola biologiczna oksydasy katecholowej roslin И Post, biochem.— 1963.— 9, N 2.— P. 44—47.
Uhlik D. J., Gowans C. S. Synthesis of nicotinic acid in Chlamydomonas eugame- tos// Intern. J. Biochem.— 1974.— 5, N 1.— P. 79—84.
Ukeles R. Growth of pure cultures of phytoplankton in the presence of toxicants П Appl. Microbiol.— 1962.— 10.— P. 532—537.
Umezawa L, Komiyama K-, Shibukawa N. et al. П Chemotherapy.— 1982.— 30, N 9.—P. 1041—1046.
Vaishampayan A. A methylamineresistant mutant of the blue-green alga Nostoc muscorum: possible involvement of glutamine synthetase in methylamine metabolism//New Phytol.— 1982.—91, N4.-P. 607—613.
Van Baalen P. Vitamin BI2 requirement of a marine blue-green alga // Science.— 1961.— 133, N 3468.— P. 1922—1923.
Vance B. D. Composition and succession of cyanophycean water blooms// J. Phy- col.— 1965.— 1, N 2.— P. 81—86.
Van De Water S. D„ Simon R. D. Induction and differentiation of heterocysts in the filamentous cyanobacterium Cylindrospermum licheniforme // J. Gen. Microbiol.— 1982.— 128, N 5.— P. 917—925.
Veleu Ch. K- Content of indole and of aliphatic amines in green freshwater unicellular algae from the Scenedesmus genus// Докл. Волг. АН.— 1973.— 26, N 12.— P. 1677—1679.
Venkataraman G. S., Neelakantan S. Effect of the cellular constituents of the nitrogen-fixing blue-green alga Cylindrospermum muscicola on the root growth of rice plants//J. Gen. Appl. Microbiol.— 1967.— 13, N 1.— P. 53—61.
Venkataramaiah C., Rao K* N. Phenolic compounds of Chara brachypus Braun and int leachates//Nat. Acad. Sci. Lett.— 1982.— 5, N 7.—P. 215—216.
Vencent W. F., Silvester W. B. Growth of blue-green algae in the Manukau (New Lealand) oxidation ponds. II. Experimental studies on algal interaction// Water Res.— 1979.— 13, N 8.— P. 717—723.
Wagner M. Vergleichende Untersuchungen fiber das Vorkommen von freien gebun- denen Aminosauren in Algen und Pilzen// Lbl. Bakteriol. Parasitenkunde, Infek- tionskrankh. und Hyg.— 1962.— Abt. 2.— 115, N 1.— S. 50—65.
Wahal С. K., Bhattacharya N. C., Talpasayi E. R. S. Ascorbic acid and heterocyst development in the blue-green alga Anabaena ambigua // Physiol, plant.— 1973.— 28, N 3.— P. 424—429.
Wakeham S. G., Howes B. L., Dacey J. W. H. Dimethyl sulphide in a stratified coastal salt pond П Nature.— 1984,— 310, N 5980.— P. 770—772.
Wardas W. Interakja egzogennych weglowodorow z glomani Chlorella w srodowisku wodnym H Rocz. Panst. zakl. hig.— 1984.— 35, N 6.— P. 563—568.
Watanabe R., Stutz R. Effect of GA a photoperiod on indoloacetic acid oxidase in Lupinus albus//Plant Physiol.— 1960.— 35, N 3.— P. 91—96.
Watanabe T., Kondo N. Ethylene evolution in marine algae and a proteinaceous inhibitor of ethylene biosynthesis from red alga II Plant, and Cell Physiol.— 1976— 17, N 26.— P. 1159—1166.
Watanabe M. F., Oishi S. Toxic substance from a natural bloom of Microcystis aeruginosa//Appl. and Enrivon. Microbiol.— 1982.— 43, N 4.— P. 819— 822.
Weckesser J., Katz A., Drews G. et. al. Lipopolysaccharide containing L-acofriose in the filamentous blue-green alga Anabaena variabilis //J. Bacteriol.— 1974.— 12 0, N 2.— P. 672—678.
Weinbach E. C., Garbus J. The interaction of Uncoupling Phenols with Mitochondria and with Mitochondrial Protein//J. Biol. Chern.— 1965.— 240, N 2.— P. 121—125.
Werz G. Morphogenetische Wirkungen von Aminosauren bei Acetabularien. II. Die Beenflussung der Morphogenese durch einige Aminosauren // Pl ant a.— 1963.— 60, N 3.— S. 211—215.
Weyers J. Do Plants really have hormones? П New Sci.— 1984.— 102, N 1410.— P. 9—13.
Scanned & Djvued by Pahuia Yuri. Kiev-2007, e-mail Pahutaqwe®rambler ruScanned & Djvued by Pahuia Yuri. Kiev-2007, e-mail Pahutaqwe®rambler ru>. Whitton B. A, Freshwater plankton // Biology Blue-Green Algae.— Oxford, 1973.— P. 353—367.
Scanned & Djvued by Pahuia Yuri. Kiev-2007, e-mail Pahutaqwe®rambler ru
Scanned & Djvued by Pahuia Yuri. Kiev-2007, e-mail Pahutaqwe®rambler ru
Williams G. R., Callely A. G, The biodegradation of diethanolamine and triethanolamine by a yellow gram-negative red //J. Gen. Microbiol.— 1982.— 128, N 6.— P. 1203—1209.
Winter A., Thiman K. Bound indoleacetic acid in Avena coleoptiles// Plant Physiol.— 1966.— 41, N 2.— P. 335—342.
Winters К.» Parker P. L., Baalen С. V. Hydrocarbons of blue-green algae: geochemical significance // Science.— 1969.— 163, N 3866.— P. 467—468.
Wolf L. Blutseen und Gruntiimpel vegetations farbungen durch Augentierchen// Mikrokosmos.— 1963.—52, N 11.—S. 345—348.
Wood B. J.B. Fatty acids and saponifiable lipids// Algal Physiol, and Biochem. Oxford e. a., 1974.— P. 236—265.
Wood L. W., Chua К. E. The relationship between natural concentrations of labile solutes and their energy content//Freshwater Biol.— 1973.—3, N 3.— P. 211— 217.
Wright J* L. C. A new antibiotic from the marine bryozoan Flustra foliaceae// J. Natur. Prod.— 1984.— 47, N 5.—P. 893—895.
Wynn J., Fore W. The effect of hindered phenols on mitochondrial oxidative, phosphorylation // J. Biol. Chern.— 1965.—240, ,N 4.—P. 1766—1771.
Yagi 0., Sugiura N., Sudo R, Odorous compounds produced by Streptomyces in lake Kasumigaura//Verb. Intern. Ver. theor. und angew. Limnol. Congr., Kyoto, 25 Aug., 1980.—Stuttgart, 1981.—Bd 21.—S. 641—645.
Yasuhara A., Fuwa K. Characterization of odorous compounds in rotten bluegreen algae //Agr. and Biol. Chern.— 1982.— 46, N 7.—P. 1761—1766.
. Yentsch C. S., Reichert C. A. The interrelationship between watersoluble yellow substances and chloroplastic pigments in marine algae // Bot. mar.— 1962.— 3.— P. 105—108.
Young D., Howard B., Fenical W. Subcellular localization of brominated secondary metabolites in the red alga Laurencia snyderae//J. Phycol.— 1980.— 16, N 2.— P. 95—99.
Zetsche K. Der Einflus von Kinetin un Gibberellin auf die Morphogenese kernhalti- ger und kernloser Autabularien// Planta.— 1963.— 59, N 6.— P. 624—634.
Zolotovitch G* D., Veleo T. K. Content of alcohols in concrete from Scenedesmus acutus // Докл. Волг. АН.— 26, N 6.— С. 795—798.
Zolotovich G., Ilkov G., Toncheva T. The growth-promoting activity of some algae metabolites on Scenedesmus acutus//Там же.— 1975.— 28, N 9.— S. 1253— 1256.
ПредисловиеПредисловиеОГЛАВЛЕНИЕОГЛАВЛЕНИЕ33
Предисловие
Предисловие
ОГЛАВЛЕНИЕ
ОГЛАВЛЕНИЕ
3
3
Глава 1
Углеводы- ~
Общая характеристика ~
Биологическая активностьполисахаридов П
Внеклеточные углеводы и их функциональная активность
Участие углеводов водорослей в формировании качеста природных вод 17
Глава 2
Органические кислоты и аминокислоты 20
Общая характеристика, качественный состав и количество клеточных органических кислот ; 20
Внеклеточные органические кислоты
Биологическая активность органических кислот 25
Аминокислоты в природных водах 27
Водоросли — источник аминокислот природных вод 29
Функциональная активность аминокислот 31
Глава 3
Амины . . . .
Общая характеристика *
Неводорослевые источники аминов в природных водах 37
Амины водорослей 39
Образование и функциональное значение аминов . . 43
Глава 4
Липиды и их производные 50
Общая характеристика ; 50
Липиды отдельных систематических групп водорослей ........51
Общая характеристика стеринов 59
Стерины различных отделов водорослей 50
Биологическая активность липидов и их производных 65
Перспективы практического применения водорослевых липидов 70
Глава 5
Изопреноиды и углеводороды *72
Изопреноиды в составе летучих и ароматических веществ водорослей 72
Биологическая активность изопреноидов, гетероциклических и ароматических соединенийводорослей. 78
Каротиноиды и ихучастие в формированиикачестваводы 82
5.4.Углеводороды .. . 90
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaciweii^rambler.ruScanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaciweii^rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaciweii^rambler.ru
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri, Kiev-2007, e-mail Dahutaciweii^rambler.ru
Глава 6
Фитогормоны • 96
Терминология и общие вопросы 96
Фитогормоны высших растений и микроорганизмов 99
Ауксины растительной клетки 100
Ин дол содержащие вещества водорослей 103
Влияние экзогенных ауксинов на водоросли ,108
Гиббереллины. Химический состав и строение115
Нахождение гиббереллинов у водорослей116
Влияние гиббереллинов на водоросли 117
Цитокинины 123
Ингибиторы роста и его внутриклеточная регуляция 127
Экомоны и вопросы экзогенной регуляции роста и размножения водорослей 130
Общая характеристика 130
Половые гормоны водорослей 131
Алломоны, репелленты и антифиданты водорослей 131
Глава 7
Фенольные соединения .,......*.......,.......•, 134
Общая характеристика 134
Физиологическая роль фенольных соединений и основные превращения их в клетке растений 138
Фенольные соединения водорослей и их физиологическая роль . • . . 148
Клеточные фенольные соединения 148
Внеклеточные фенольные соединения151
Физиологическая роль водорослевых фенолов 154
Глава 8
Витамины 160
Краткая характеристика основных витаминов 160
Витамины водорослей 167
Клеточные витамины .. . 167
Внеклеточные витамины 174
Глава 9
Токсины водорослей 180
Общая характеристика токсичности водорослей 180
Токсины Microcystis aeruginosa183
Химическая природа токсинов водорослей . . . . .. . 185
«Цветение» воды и токсичность 188
Механизмы влияния токсинов водорослей . 198
Глава 10
Бактерицидная, фунгицидная и аллелопатическая активность метаболитов водорослей 202
Бактерицидная и фунгицидная активность ♦. . 202
Аллелопатическая активность метаболитов водорослей ....,.., 208
Заключение . , . . 216
Список литературы 220
Scanned & Djvued by Pahuta Yuri Kiev-2007 p ч l
°7' e-mail, oahutaawe^rambler ru